食品工业科技

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	8.88±0.15	8.97±0.29
低剂量组	6	8.76±0.21	8.91±0.32
中剂量组	6	8.86±0.24	9.16±0.26^*
高剂量组	6	8.82±0.33	9.28±0.26^*#

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	8.88±0.15	8.97±0.29
低剂量组	6	8.76±0.21	8.91±0.32
中剂量组	6	8.86±0.24	9.16±0.26^*
高剂量组	6	8.82±0.33	9.28±0.26^*#

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	8.78±0.21	8.94±0.38
低剂量组	6	8.70±0.21	8.89±0.18
中剂量组	6	8.75±0.18	9.03±0.34^*
高剂量组	6	8.80±0.24	9.23±0.18^*#

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	8.78±0.21	8.94±0.38
低剂量组	6	8.70±0.21	8.89±0.18
中剂量组	6	8.75±0.18	9.03±0.34^*
高剂量组	6	8.80±0.24	9.23±0.18^*#

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	5.30±0.67	5.42±0.43
低剂量组	6	5.03±0.40	5.24±0.64
中剂量组	6	5.28±0.45	5.26±0.47
高剂量组	6	5.01±0.47	5.19±0.59

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	5.30±0.67	5.42±0.43
低剂量组	6	5.03±0.40	5.24±0.64
中剂量组	6	5.28±0.45	5.26±0.47
高剂量组	6	5.01±0.47	5.19±0.59

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	5.91±0.44	6.08±0.66
低剂量组	6	5.82±0.55	5.91±0.56
中剂量组	6	5.89±0.52	6.13±0.64
高剂量组	6	5.85±0.58	6.07±0.76

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	5.91±0.44	6.08±0.66
低剂量组	6	5.82±0.55	5.91±0.56
中剂量组	6	5.89±0.52	6.13±0.64
高剂量组	6	5.85±0.58	6.07±0.76

组别	n	给受试物前^K	给受试物后^K
对照组	6	50（0，50）	25（0，88）
低剂量组	6	50（0，50）	50（0，50）
中剂量组	6	25（0，50）	0（0，88）
高剂量组	6	25（0，50）	0（0，100）

组别	n	给受试物前^K	给受试物后^K
对照组	6	50（0，50）	25（0，88）
低剂量组	6	50（0，50）	50（0，50）
中剂量组	6	25（0，50）	0（0，88）
高剂量组	6	25（0，50）	0（0，100）

副干酪乳酪杆菌LPB27对肠道菌群的潜在调节作用

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张绍时 ¹^,² , 赵建 ¹^,² , 郭豫 ¹^,² , 崔倩倩 ¹^,² , 闫文杰 ¹^,²^,^*

食品工业科技 | 营养与保健 2026,47(10): 404-411

收起

食品工业科技 |营养与保健 2026 , 47 (10) : 404 -411

副干酪乳酪杆菌LPB27对肠道菌群的潜在调节作用

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张绍时¹^,², 赵建¹^,², 郭豫¹^,², 崔倩倩¹^,², 闫文杰¹^,²^,^*

作者信息

¹北京联合大学生物化学工程学院，生物活性物质与功能食品北京市重点实验室，北京 100023

²北京联合大学应用文理学院保健食品功能检测中心，北京 100191

通讯作者:

闫文杰（1979−）（ORCID：0000−0003−3060−9995），男，博士，教授，研究方向：保健食品研发与机理研究，E-mail：meyanwenjie@126.com。

作者简介:

张绍时（1998−）（ORCID：0000-0001-7621-5794），男，硕士，研究方向：食品资源和营养与健康研究，E-mail：1979815402@qq.com

Potential Modulation of Lacticaseibacillus paracasei LPB27 on the Gut Flora

Shaoshi ZHANG¹^,², Jian ZHAO¹^,², Yu GUO¹^,², Qianqian CUI¹^,², Wenjie YAN¹^,²^,^*

Affiliations

¹Beijing Key Laboratory of BioActive Substances and Functional Food, College of Biochemical Engineering, Beijing Union University, Beijing 100023, China

²Functional Testing Center of Health Food, College of Applied Arts and Sciences, Beijing Union University, Beijing 100191, China

出版时间: 2026-05-15 doi: 10.13386/j.issn1002-0306.2025040023

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摘要

收起

目的：探究婴幼儿肠道来源的副干酪乳酪杆菌LPB27对肠道菌群的调节作用及其潜在机制，为其作为新型益生菌制剂的开发提供理论依据。方法：参照《保健食品功能检验与评价方法（2023版）》中“有助于调节肠道菌群检验方法”将48只雄性BALB/c小鼠分为对照组、低剂量组、中剂量组与高剂量干预组，通过灌胃给予LPB27益生菌粉（0、0.08、0.17、0.50 g/kg·BW）21 d，监测体重、粪便目的菌群变化。采用16S rDNA高通量测序技术，进一步分析肠道菌群的群落组成及差异物种，并通过PICRUSt2预测代谢功能。最后，测定粪便中短链脂肪酸（SCFAs）含量。结果：经口给予小鼠副干酪乳杆菌LPB27益生菌粉21 d后，小鼠状态良好且体重平稳增加，粪便中的乳杆菌和双歧杆菌数量明显增加，致病菌肠杆菌、肠球菌和产气荚膜梭菌没有明显变化。可判定该受试样品有助于调节肠道菌群动物实验结果阳性。16S rDNA和SCFAs分析表明，LPB27可能通过靶向调控Akkermansia、Ruminococcus等益生菌属，重塑肠道菌群结构并激活SCFAs代谢通路，从而发挥调节肠道健康的作用。结论：副干酪乳酪杆菌LPB27具有可调节肠道菌群功能。其干预机制为：LPB27可激活L-Methionine Biosynthesis III途径，显著富集益生菌Akkermansia和Ruminococcus，进而增加SCFAs（尤其是丁酸）等有益代谢物含量，构建“菌群-代谢物”协同调节网络，为将其开发为新型益生菌制剂、应用于肠道微生态调节领域，提供了科学理论依据。

关键词

保健食品 / 副干酪乳酪杆菌 LPB27 / 肠道菌群 / 短链脂肪酸

Abstract

收起

Objective: This study aimed to investigate the regulatory effects of Lacticaseibacillus paracasei LPB27, a strain isolated from infant intestines, on gut microbiota and elucidate its underlying mechanisms, thereby providing a scientific basis for its potential development as a novel probiotic agent. Methods: A total of 48 male BALB/c mice were randomly assigned to four groups: A control group and low-dose, medium-dose, and high-dose intervention groups, following the guidelines outlined in the "Test Methods for Regulating Intestinal Flora" from the ''Functional Evaluation Procedures and Test Methods for Health Foods (2023 Edition)''. The animals were administered LPB27 probiotic powder via gavage at doses of 0, 0.08, 0.17, and 0.50 g/kg body weight, respectively, over a period of 21 days. Body weight changes and alterations in target intestinal bacterial populations in fecal samples were monitored throughout the experiment. The composition and differential microbial species within the gut microbiota were analyzed using 16S rDNA high-throughput sequencing, while PICRUSt2 was employed for predictive functional profiling. Additionally, the concentrations of fecal short-chain fatty acids (SCFAs) were quantified. Results: Following the 21-day intervention, all mice remained in good health with consistent weight gain observed across groups. Notably, significant increases in the levels of Lactobacillus and Bifidobacterium were detected in the medium- and high-dose groups, particularly in the high-dose group. No significant changes were observed in the abundance of pathogenic bacteria, including Enterobacter, Enterococcus, and Clostridium perfringens. These findings confirm the efficacy of LPB27 in modulating intestinal flora in the animal model. Further analysis using 16S rDNA sequencing and SCFA profiling revealed that LPB27 may exert its beneficial effects by modulating key genera such as Akkermansia and Ruminococcus, reshaping the microbial community structure, and enhancing SCFA metabolic pathways. Specifically, butyrate production was significantly elevated in the high-dose group. Conclusion: Lacticaseibacillus paracasei LPB27 demonstrates effective regulation of gut microbiota through a synergistic "microbiota-metabolite" network, involving activation of the L-Methionine Biosynthesis III pathway, enrichment of beneficial genera such as Akkermansia and Ruminococcus, and increased production of beneficial metabolites, particularly butyrate. This study provides a solid scientific foundation for the development of LPB27 as a novel probiotic formulation aimed at regulating intestinal microecology.

Key words

health food / Lacticaseibacillus paracasei LPB27 / intestinal flora / short-chain fatty acids

引用本文

张绍时, 赵建, 郭豫, 崔倩倩, 闫文杰. 副干酪乳酪杆菌LPB27对肠道菌群的潜在调节作用. 食品工业科技, 2026 , 47 (10) : 404 -411 . DOI: 10.13386/j.issn1002-0306.2025040023

Shaoshi ZHANG, Jian ZHAO, Yu GUO, Qianqian CUI, Wenjie YAN. Potential Modulation of Lacticaseibacillus paracasei LPB27 on the Gut Flora[J]. Science and Technology of Food Industry, 2026 , 47 (10) : 404 -411 . DOI: 10.13386/j.issn1002-0306.2025040023

正文

收起

随着现代社会生活节奏的显著加快，人们的生活平衡被打破，饮食习惯也趋于不规律。这种生活模式不仅影响了营养素的正常摄入，还对肠道微生物平衡构成了挑战，进而可能引发一系列健康问题。在此背景下，公众开始意识到通过科学的补充益生菌来调节肠道菌群结构、增强免疫力及促进营养物质吸收的重要性。

副干酪乳杆菌（Lacticaseibacillus paracasei）是乳杆菌属中益生菌的一员，广泛存在于自然界中^[1]。它在人类和动物的肠道内，发挥着维护健康方面的重要作用^[2]。通过合理摄入副干酪乳杆菌，可以有效帮助调节胃肠道功能、增强免疫力、预防疾病^[3−5]。副干酪乳杆菌作为重要原料广泛应用在食品、保健品、医药等多个领域^[6]。在保健品领域，副干酪乳杆菌作为益生菌制剂的主要成分，被用于调节肠道菌群平衡，抑制有害菌的生长，从而维护肠道的正常生理功能^[7]。研究表明，不同来源的副干酪乳杆菌在生理特性、代谢产物及肠道菌群调节功能方面存在差异。例如，同样从Kefir中分离出的两株副干酪乳杆菌，对健康人群粪便微生物群的活性、组成及短链脂肪酸富集等影响表现出显著的差异^[8]。此外，副干酪乳杆菌可通过竞争营养物质和附着位点抑制有害菌生长，而不同菌株的竞争能力也存在显著差异^[9]。

副干酪乳杆菌LPB27是由汤臣倍健营养健康研究院等机构从健康中国婴儿肠道中筛选并分离的益生菌菌株，其具有耐胃酸、耐胆盐的优良特性，能够在肠道中稳定存活并定植于肠道黏膜。前期研究已证实，该菌株具有改善炎症、缓解IgE介导的过敏症状等健康促进功能^[10−11]，但其对健康肠道菌群的调节机制尚未形成标准化研究。基于此，本研究参考《保健食品功能学检验与评价方法》（2023年版）中“有助于调节肠道菌群检验方法”，通过粪便含水量实验、粪便益生菌和致病菌数量对比实验、16S肠道菌群分析实验和短链脂肪酸测定实验对副干酪乳杆菌LPB27在调节肠道菌群功能方面的潜在机制进行探究。本研究旨在为LPB27在益生菌产品开发中的应用提供科学理论依据。

1　材料与方法

收起

1.1　材料与仪器

48只雄性SPF级BALB/c小鼠　体质量18~22 g，6~8周龄，购自北京华阜康生物科技股份有限公司（许可证号：SCXK（京）2024-0003）。小鼠饲养于北京联合大学保健食品功能检测中心SPF级动物室内（许可证号：SYXK（京）2017-0038），并获得了实验动物伦理委员会的批准（20240902）；婴幼儿肠道来源的副干酪乳酪杆菌LPB27　由汤臣倍健股份有限公司提供；伊红美蓝琼脂培养基　北京陆桥技术股份有限公司，批号：231025；叠氮钠-结晶紫-七叶苷琼脂　北京陆桥技术股份有限公司，批号：230601；乳杆菌选择性培养基　北京陆桥技术股份有限公司，批号：231114；双歧杆菌琼脂培养基　北京陆桥技术股份有限公司，批号：240416；胰眎-亚硫酸盐-环丝氨酸琼脂基础　北京陆桥技术股份有限公司，批号：221011；酵母浸粉　北京陆桥技术股份有限公司，批号：240506；L-半胱氨酸　国药集团化学试验有限公司，批号：20160104；乳糖发酵培养基　北京陆桥技术股份有限公司，批号：221025。

SPARK酶标分析仪　美国TECAN公司；T1000电子天平　常熟市双杰测试仪器厂；TGL-16B台式冷冻离心机　金坛区华城敏科实验仪器厂；HN-25BS电热恒温培养箱　上海力辰仪器科技有限公司；MS3漩涡振荡器　德国IKA公司；Qubit@2.0荧光仪　赛默飞世尔科技公司；UV762紫外可见分光光度计　上海仪电分析仪器有限公司；Infinite M200 Pro多功能酶标仪　美国TECAN公司；安捷伦7890A气相色谱仪　美国Agilen公司。

1.2　实验方法

1.2.1　动物模型建立

参照《保健食品功能学检验与评价方法》中有助于调节肠道菌群检验相关方法构建动物模型和给药剂量。小鼠经适应性喂养7 d后，随机分为四组（每组6只）。LPB27的推荐剂量为人体每日1 g/60 kg BW。实验分别设人体推荐量的5、10、30倍，即每日0.08 g/kg·BW、0.17 g/kg·BW、0.50 g/kg·BW为低、中、高剂量组。同时设空白对照组，给予生理盐水。按动物体重2%灌胃容积连续灌胃21 d。

1.2.2　双歧杆菌、乳杆菌、肠球菌、肠杆菌、产气荚膜梭菌测定

参照《保健食品功能学检验与评价方法》中有助于调节肠道菌群检验相关方法。在给予受试样品之前，将小鼠放入专用固定器中调整开口露出肛门。用酒精棉球轻轻擦拭肛门周围皮肤，待酒精挥发干燥。持无菌棉签，轻轻插入肛门约0.5~1.0 cm，接触肠壁采集粪便黏附0.1 g，10倍系列稀释，选择合适的稀释度分别接种在各培养基上。培养后，以菌落形态、革兰氏染色镜检、生化反应等鉴定计数菌落，计算出每克湿便中的菌落总数，取对数后进行统计处理。最后一次给予受试样品之后24 h，与实验前同样方式取小鼠粪便，检测肠道菌群。

1.2.3　小鼠体重及粪便水分测定

采用电子天平精确称量小鼠体重；粪便含水量依据重量差法测定：通过测定粪便新鲜重量（湿重）和烘干后恒重重量（干重），计算两者的重量差值与湿重的比值，即为粪便含水量，公式如下：

$\rm 粪便含水量(\text{%})=(湿重-干重)/湿重 \times 100 $

1.2.4　短链脂肪酸测定

配制乙酸、丙酸、丁酸标准品溶液，色谱分析后绘制浓度-峰面积比曲线。取小鼠粪便0.2 g，加入25%亚磷酸溶液0.25 mL，丙酮定容至1.5 mL，静置后取0.35 mL上清液，再用丙酮定容至1 mL，高速离心后取200 μL上清液进行色谱分析^[12]。

1.2.5　小鼠粪便肠道菌群测定

小鼠处死前收集新鲜粪便，使用磁珠法提取微生物组DNA，经Qubit定量后进行扩增。通过Agilent2100生物分析仪和Illumina文库定量试剂盒评估。合格文库梯度稀释、按比例混合、NaOH变性后，使用NovaSeq6000进行2×250 bp双端测序。对下机原始数据（RawData）首先进行双端overlap区拼接，随后过滤低质量和嵌合体序列，以获得高质量CleanData。接着，利用QIIME2 D2DA2对CleanData进行降噪处理，纠正PCR扩增与测序错误，生成代表性的正确生物学序列ASVs及其丰度表。此后，进行alpha多样性、beta多样性、物种组成与差异分析，以及功能组成与差异分析^[13]。

1.3　数据处理

用SPSS软件对各实验原始数据进行数据处理，采用方差分析的程序先进行方差齐性检验，方差齐，计算F值，F值<F_0.05，各组均数间差异无显著性；F值≥F_0.05，P≤0.05，用多个实验组和一个对照组间均数的两两比较方法进行统计；对非正态分布或方差不齐的数据进行适当的变量转换，待满足正态或方差齐要求后，用转换后的数据进行统计；若变量转换后仍未达到正态或方差齐的目的，改用秩和检验进行统计，以上标K表示，且计量资料以M（P25，P75）表示。

2　结果与分析

收起

2.1　LPB27对小鼠体重及粪便水分的影响

为评估LPB27对小鼠生理状态的影响，实验期间定期监测体重并分析粪便含水量。如图1A所示，干预21 d内，空白组与各剂量组小鼠体重均呈持续增长趋势，组间体重变化无显著差异（P>0.05），且所有小鼠精神状态良好，表明LPB27对小鼠生长无不良影响如图1B所示，干预21 d后，各剂量组与空白组的粪便含水量均无统计学差异（P>0.05），提示LPB27对小鼠粪便水分含量无显著影响。

2.2　副干酪乳杆菌LPB27对小鼠粪便中益生菌的影响

粪便作为肠道微生物的重要载体，其菌群组成和数量能反映肠道微生态状况。双歧杆菌和乳杆菌是评估菌群状态的核心指标。由表1~表2可见，给予受试物前，各剂量组与空白组的乳杆菌、双歧杆菌数量无显著差异（P>0.05），表明实验初始时各组肠道菌群基线一致。

干预21 d后，与空白组和自身干预前相比，高剂量组粪便中乳杆菌、双歧杆菌数量均显著增加（P<0.05）。其中与空白组相比，乳酸菌增长约3.46%、双歧杆菌增长约3.24%；与自身干预前相比，乳酸菌增长约5.21%、双歧杆菌增长约4.89%。中剂量组与自身干预前比较显示，乳杆菌、双歧杆菌数量显著均增加（P<0.05），其中乳酸菌增长约3.40%、双歧杆菌增长约3.20%。但与对照组相比，中剂量组未见显著性增加（P>0.05）。提示LPB27对益生菌的增殖作用具有剂量依赖性趋势。

2.3　副干酪乳杆菌LPB27对小鼠粪便中致病菌的影响

肠杆菌、肠球菌和产气荚膜梭菌是评估致病菌状态的核心指标。由表3~表5可见，干预前后，各组小鼠粪便中肠杆菌、肠球菌和产气荚膜梭菌数量均无显著变化（P>0.05）。与空白组相比，各剂量组干预后致病菌数量未呈现统计学差异，且组内自身前后比较亦无显著变化（P>0.05）。结果表明，LPB27在实验剂量范围内对肠道致病菌无显著抑制或促进作用，符合安全性特征。

根据《保健食品功能学检验与评价方法》中有助于调节肠道菌群检验相关方法规定：粪便中双歧杆菌和/或乳杆菌明显增加，产气荚膜梭菌减少或不增加，肠杆菌、肠球菌无明显变化。可判定该受试样品有助于调节肠道菌群动物实验结果阳性。综合2.2节数据，LPB27干预21 d后，高剂量组小鼠粪便中乳杆菌和双歧杆菌数量较空白组和组内自身干预前均显著增加（P<0.05），肠杆菌、肠球菌及产气荚膜梭菌数量与空白组无显著差异（P>0.05），完全符合上述阳性判定标准。因此，可判定副干酪乳杆菌LPB27具有调节肠道菌群的功能，动物实验结果为阳性。这与既往研究中副干酪乳杆菌可通过竞争肠道黏附位点、分泌抗菌物质（如细菌素）等机制抑制致病菌定植，同时为有益菌提供生长优势环境，从而促进双歧杆菌、乳杆菌等益生菌增殖的结论一致^[14−15]。

2.4　肠道菌群16S rDNA分析

肠道菌群结构与个体健康之间存在密切的关系。摄入益生菌可以有效调节肠道菌群结构变化，改善机体健康状态^[16]。根据《保健食品功能学检验与评价方法》中有助于调节肠道菌群检验相关方法规定，可以判定高剂量组的动物实验结果阳性。为深入探究副干酪乳杆菌 LPB27对肠道菌群的调节机制，故进一步对高剂量组小鼠开展16S rDNA菌群结构分析。

2.4.1　肠道菌群ASVs序列分析

通过ASVs序列分析肠道菌群多样性，在100%相似度下，空白组（B组）与高剂量组（H组）共检测到2532个ASVs。其中，空白组独有875个ASVs，高剂量组独有928个ASVs（图2）。ASVs组成差异表明，LPB27干预可显著改变小鼠肠道菌群的物种丰度分布，提示其对肠道微生态具有调节作用。

2.4.2　Alpha多样性分析

采用Alpha多样性法，分析微生物群落多样性。稀疏曲线（图3A）由Good's coverage指数绘制，评估数据物种覆盖度^[17]，利用香农指数和辛普森指数对菌群多样性进行量化评估^[18−19]。稀疏曲线结果显示，随着测序深度的增加，曲线逐渐趋于平缓，Good's coverage指数均>99%，表明测序数据已充分覆盖样本中的微生物物种。香农指数和辛普森指数分析表明（图3B，图3C），给予小鼠LPB27后高剂量组两个指数值高于空白组，但未达统计学显著差异（P>0.05）。值得注意的是，高剂量组数据分布集中于较高区间，离散程度较低。提示H组小鼠肠道菌群多样性整体更丰富且分布集中。

2.4.3　Beta多样性分析

采用主坐标分析（PCoA）和相似性分析（Anosim）对不同组别微生物群落组成进行Beta多样性分析^[20]。基于Bray-Curtis距离的PCoA分析（图4A）显示，高剂量组组与空白组之间呈现一定分离趋势。提示两组样本在物种组成上存在差异。Jaccard Anosim分析（图4B）进一步验证组间差异，结果显示组间（Between）与组内（空白组、高剂量组）的Jaccard rank存在统计学差异（P=0.018，R=0.1389）。其中，高剂量组样本Jaccard rank分布更趋近组间水平，表明高剂量LPB27干预后，肠道菌群结构与空白对照组的离散程度显著增加（P<0.05），从群落整体层面证实LPB27对肠道微生态的调节作用。这一结果进一步支持LPB27可调节肠道菌群结构的结论，为后续挖掘关键差异菌属及功能通路提供了群落水平的证据支持。

2.4.4　肠道菌群落组成分析

为了研究LPB27对小鼠肠道微生物群结构组成的影响，进一步评估了小鼠肠道门和属水平上的微生物差异见图5。注释结果显示，在门分类水平上，小鼠肠道优势菌门为拟杆菌门（Bacteroidetes）、厚壁菌门（Firmicutes）、疣微菌门（Verrucomicrobiota）、放线菌门（Actinobacteriota）、变形菌门（Proteobacteria）。其中，高剂量组的Verrucomicrobiota丰度升高，Proteobacteria丰度降低。在属水平上，优势菌属为Ligilactobacillus、Akkermansia、Lachnospiraceae_NK4A136_group。与空白组相比，高剂量组中Ligilactobacillus属丰度降低，Akkermansia属丰度升高。其中，Akkermansia 属被证实与保护肠道黏膜屏障功能正相关。Akkermansia属是Verrucomicrobiota门中的重要益生菌属，被称为“黏液降解者”。Akkermansia以降解肠道黏液层的黏蛋白为主要碳源，产生乙酸和琥珀酸等代谢产物^[21]。同时，Akkermansia产生的乙酸能被其他益生菌利用进一步代谢为丁酸^[22−23]。提示LPB27可能通过抑制潜在致病菌门、促进有益菌门增殖改善肠道环境。

2.4.5　物种差异分析

进一步使用秩和检验差异法^[24]对属水平具有显著差异菌属进行分析见图6。结果显示，高剂量组中有益菌属g__Ruminococcus丰度升高最为显著。作为肠道内关键的产丁酸菌属，Ruminococcus可通过编码纤维素分解酶、糖苷水解酶等功能基因，高效降解宿主难以消化的膳食纤维，进而生成短链脂肪酸（SCFA）^[25−26]。提示该菌株可能通过促进Ruminococcus等产丁酸菌属的增殖，增强肠道对膳食纤维的代谢能力，进而改善肠道微生态环境。

2.4.6　PICRUSt2功能注释分析

PICRUSt2是一个基于16S rRNA序列对元基因组功能进行预测的生物信息学工具^[27]。本研究利用KEGG数据库^[28]对生物体的代谢途径进行预测。预测结果表明，摄入LPB27后高剂量组小鼠体内的L-甲硫氨酸生物合成途径III（L-Methionine Biosynthesis III）被显著激活（图7）。L-Methionine Biosynthesis III是L-甲硫氨酸（甲硫氨酸）生物合成的一个重要途径。L-甲硫氨酸是一种必需氨基酸，在人体中具有多种生理功能，如参与蛋白质合成、调节细胞代谢、维持免疫功能等^[29−30]。研究发现，肠道微生物可直接利用甲硫氨酸合成自身蛋白质及含硫代谢物（如谷胱甘肽），支持其生长和定植。同时甲硫氨酸衍生的琥珀酰辅酶A可参与微生物SCFA代谢，影响SCFA产量，进而调节肠道pH和营养竞争。

2.5　LPB27对短链脂肪酸的影响

肠道中的短链脂肪酸（SCFAs）主要包括乙酸、丙酸、丁酸、异丁酸，它们对维持肠道健康、调节脂肪代谢、增强免疫力等方面起着重要作用^[31−32]。如图8所示，在干预后各剂量组乙酸、丙酸、丁酸含量均呈上升趋势，其中高剂量组显著升高（P<0.05）。结合上文中Akkermansia和g__Ruminococcus属的增殖和L-Methionine Biosynthesis III途径的激活推测：LPB27可能是通过激活L-Methionine Biosynthesis III途径促进产SCFAs菌属生长，增加丁酸等有益代谢物含量，进而增强肠道蠕动、改善微生态环境。

3　结论

收起

综上所述，本研究参照保健食品功能检验与评价方法（2023版）中“有助于调节肠道菌群的检验方法”，判定婴幼儿肠道来源的副干酪乳酪杆菌-LPB27对肠道菌群具有显著调节作用。高剂量干预可显著提升粪便中乳杆菌、双歧杆菌数量（P<0.05），符合“益生菌显著增加”的阳性判定标准。其作用机制可能为：LPB27 激活L-Methionine Biosynthesis III途径，显著富集Akkermansia属（黏膜屏障相关菌）和瘤胃球菌属（Ruminococcus，产丁酸菌）生长，增加SCFAs（尤其是丁酸）等有益代谢物含量，进而增强肠道蠕动、改善微生态环境，形成“菌群-代谢物”协同调节网络。这些发现不仅增进了我们对LPB27益生机制的理解，也为益生菌在调节肠道微生态平衡方面的应用提供了新的科学依据。尽管本研究证实了LPB27对肠道菌群的正向调节作用，但需要注意，由于干预周期相对较短，其长期效果仍需进一步观察和验证。未来，随着对LPB27及其作用机制的深入研究，LPB27将在维护人类肠道健康、预防和治疗肠道相关疾病方面发挥更加重要的作用。

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2026年第47卷第10期

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doi: 10.13386/j.issn1002-0306.2025040023

接收时间：2025-04-03
首发时间：2026-10-24
出版时间：2026-05-15

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收稿日期：2025-04-03

基金

作者信息

¹北京联合大学生物化学工程学院，生物活性物质与功能食品北京市重点实验室，北京 100023

²北京联合大学应用文理学院保健食品功能检测中心，北京 100191

通讯作者:

闫文杰（1979−）（ORCID：0000−0003−3060−9995），男，博士，教授，研究方向：保健食品研发与机理研究，E-mail：meyanwenjie@126.com。

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2种不同金属材料的力学参数

科 Family	属数 Number of genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)	属 Genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)
鹅膏菌科Amanitaceae	2	11	5.26	鹅膏菌属 Amanita	10	4.78
小菇科 Mycenaceae	2	12	5.74	丝盖伞属 Inocybe	5	2.39
多孔菌科 Polyporaceae	8	14	6.70	蜡蘑属 Laccaria	5	2.39
红菇科 Russulaceae	3	23	11.00	小皮伞属 Marasmius	6	2.87
				小菇属 Mycena	11	5.26
				光柄菇属 Pluteus	5	2.39
				红菇属 Russula	17	8.13
				栓菌属 Trametes	5	2.39

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组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	8.88±0.15	8.97±0.29
低剂量组	6	8.76±0.21	8.91±0.32
中剂量组	6	8.86±0.24	9.16±0.26^*
高剂量组	6	8.82±0.33	9.28±0.26^*#

组别

给受试物前

给受试物后

对照组

8.88±0.15

8.97±0.29

低剂量组

8.76±0.21

8.91±0.32

中剂量组

8.86±0.24

9.16±0.26^*

高剂量组

8.82±0.33

9.28±0.26^*#

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	8.78±0.21	8.94±0.38
低剂量组	6	8.70±0.21	8.89±0.18
中剂量组	6	8.75±0.18	9.03±0.34^*
高剂量组	6	8.80±0.24	9.23±0.18^*#

组别

给受试物前

给受试物后

对照组

8.78±0.21

8.94±0.38

低剂量组

8.70±0.21

8.89±0.18

中剂量组

8.75±0.18

9.03±0.34^*

高剂量组

8.80±0.24

9.23±0.18^*#

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	5.30±0.67	5.42±0.43
低剂量组	6	5.03±0.40	5.24±0.64
中剂量组	6	5.28±0.45	5.26±0.47
高剂量组	6	5.01±0.47	5.19±0.59

组别

给受试物前

给受试物后

对照组

5.30±0.67

5.42±0.43

低剂量组

5.03±0.40

5.24±0.64

中剂量组

5.28±0.45

5.26±0.47

高剂量组

5.01±0.47

5.19±0.59

组别	n	给受试物前	给受试物后
对照组	6	5.91±0.44	6.08±0.66
低剂量组	6	5.82±0.55	5.91±0.56
中剂量组	6	5.89±0.52	6.13±0.64
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组别

给受试物前

给受试物后

对照组

5.91±0.44

6.08±0.66

低剂量组

5.82±0.55

5.91±0.56

中剂量组

5.89±0.52

6.13±0.64

高剂量组

5.85±0.58

6.07±0.76

组别	n	给受试物前^K	给受试物后^K
对照组	6	50（0，50）	25（0，88）
低剂量组	6	50（0，50）	50（0，50）
中剂量组	6	25（0，50）	0（0，88）
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组别

给受试物前^K

给受试物后^K

对照组

50（0，50）

25（0，88）

低剂量组

50（0，50）

中剂量组

25（0，50）

0（0，88）

高剂量组

25（0，50）

0（0，100）