药学学报

	Primer sequence (5'-3')	Primer name
Full-length of cDNA	ATGGCACATTCCAAACCAGATC	CcHMGR1-F
TTAGGATGCTGCAAGCTTTGCA	CcHMGR1-R
ATGGCTACTTTCTACAAGAAGCCTG	CcHMGR2-F
TCAGGAGACAACTTTGCATATATCT	CcHMGR2-R
Realtime PCR	TGCATGAGGGCTTTCCAGACAT	CcHMGR1-qF
GTGGTCTTGAGGACTGTTCTGACC	CcHMGR1-qR
TCTGCAGAACGATTTCCCTGACAT	CcHMGR2-qF
CACTGGTCTTCAGGACACTCCTTACT	CcHMGR2-qR

	Primer sequence (5'-3')	Primer name
Full-length of cDNA	ATGGCACATTCCAAACCAGATC	CcHMGR1-F
TTAGGATGCTGCAAGCTTTGCA	CcHMGR1-R
ATGGCTACTTTCTACAAGAAGCCTG	CcHMGR2-F
TCAGGAGACAACTTTGCATATATCT	CcHMGR2-R
Realtime PCR	TGCATGAGGGCTTTCCAGACAT	CcHMGR1-qF
GTGGTCTTGAGGACTGTTCTGACC	CcHMGR1-qR
TCTGCAGAACGATTTCCCTGACAT	CcHMGR2-qF
CACTGGTCTTCAGGACACTCCTTACT	CcHMGR2-qR

香樟3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A还原酶(CcHMGRs)基因家族的克隆及表达分析

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郑汉 ¹^,² , 虞慕瑶 ² , 濮春娟 ² , 陈美兰 ² , 李福全 ³ , 申业 ²^,^* , 黄璐琦 ²^,^*

药学学报 | 研究论文 2020,55(1): 152-159

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药学学报 | 研究论文 2020, 55(1): 152-159

香樟3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A还原酶(CcHMGRs)基因家族的克隆及表达分析

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郑汉¹^,², 虞慕瑶², 濮春娟², 陈美兰², 李福全³, 申业²^,^*, 黄璐琦²^,^*

作者信息

1.天津中医药大学, 天津 301617

2.中国中医科学院中药资源中心, 道地药材国家重点实验室培育基地, 北京 100700

3.呼伦贝尔蒙医医院, 内蒙古呼伦贝尔 021000

通讯作者:

*申业, Tel:86-10-64014411-2955, E-mail:shenye70@hotmail.com;

黄璐琦, E-mail:huangluqi01@126.com

Cloning and expression analysis of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase (CcHMGR) genes in Cinnamomum camphora (L.) Presl

Han ZHENG¹^,², Mu-yao YU², Chun-juan PU², Mei-lan CHEN², Fu-quan LI³, Ye SHEN²^,^*, Lu-qi HUANG²^,^*

Affiliations

1. Tianjin University of Traditional Chinese Medicine, Tianjin 301617, China

2. State Key Laboratory of Dao-di Herbs, National Resource Center for Chinese Materia Medica, China Academy of Chinese Medical Sciences, Beijing 100700, China

3. Hulunbeier Mongolian Medical Hospital, Hulunbeier 021000, China

出版时间: 2020-01-12 doi: 10.16438/j.0513-4870.2019-0640

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摘要

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3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A还原酶（3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase，HMGR）是萜类甲羟戊酸途径（mevalonic acid pathway，MVA）上的第一个限速酶，是细胞质中萜类代谢途径中的重要调控位点。本研究以5种化学型的香樟（Cinnamomum camphora）作为实验材料，基于转录组数据，从香樟cDNA中克隆出2个HMGR基因，分别命名为CcHMGR1（GenBank登录号：MN163055）和CcHMGR2（GenBank登录号：MN163056）。基因包含开放阅读框（ORF）分别为1 689 bp和1 683 bp，编码562和560个氨基酸残基，生物信息学分析推测其分子质量为59.819 kDa和59.397 kDa，等电点（theoretical pI）为8.20和8.61，均不含信号肽，存在2个跨膜结构。结合蛋白质保守区以及进化树分析，证实该基因确为HMGR家族基因。利用实时荧光定量PCR检测，CcHMGR1和CcHMGR2在香樟5种化学型中的表达模式类似，均在油樟中的表达量要高于另外4种化学型；并且2个CcHMGRs基因均在根中表达量最高，枝中最低。本研究首次从香樟中克隆出了CcHMGRs cDNA全长，并揭示了CcHMGRs在5种化学型及不同组织中的差异表达，为香樟萜类化合物生物合成途径关键酶基因的挖掘提供研究基础。

关键词

香樟 / 3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A还原酶(CcHMGR) / 生物信息学 / 化学型 / 表达分析

Abstract

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3-Hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase (HMGR) is the first rate-limiting enzyme of terpenoid biosynthesis in the mevalonic acid pathway (MVA) pathway. It is an important regulatory site in terpenoids metabolism pathway in the cytoplasm. According to the transcriptome database of Cinnamomum camphora, two HMGRs named CcHMGR1 (GenBank:MN163055) and CcHMGR2 (GenBank:MN163056) were cloned by cDNA from C. camphora. The ORF of CcHMGR1 and CcHMGR2 is composed of 1 689 bp and 1 683 bp, respectively, encoding 562 and 560 amino acids. The bioinformatics analysis of CcHMGR1 and CcHMGR2 indicated that the molecular weight of the encoded protein is 59.819 kDa and 59.397 kDa, with a theoretically isoelectric point of 8.20 and 8.61, respectively. There are 2 transmembrane structures without signal peptide existing in the encoded amino acid of CcHMGRs. The analysis of sequence alignment and phylogenetic tree showed that the CcHMGRs belonged to the HMGR family. The camphor is divided into five chemitypes, according to the main chemical compounds in C. camphora. The results of the real time PCR indicated that the expression level of CcHMGRs in Cineol type was higher than that in Linalool type, iso-nerolidol type, Camphor type and Borneol type. CcHMGRs expressed highest in roots and lowest in branches. In this study, the cDNA full length of CcHMGRs were cloned from C. camphora for the first time. Our results revealed that the expression level of CcHMGRs were different among five chemical types and different plant tissues, and the research provides foundation for further study of the terpenoids biosynthetic pathway in C. camphora.

Key words

Cinnamomum camphora / 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase / bioinformatics / chemical type / expression analysis

引用本文

郑汉, 虞慕瑶, 濮春娟, 陈美兰, 李福全, 申业, 黄璐琦. 香樟3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A还原酶(CcHMGRs)基因家族的克隆及表达分析. 药学学报, 2020 , 55 (1) : 152 -159 . DOI: 10.16438/j.0513-4870.2019-0640

Han ZHENG, Mu-yao YU, Chun-juan PU, Mei-lan CHEN, Fu-quan LI, Ye SHEN, Lu-qi HUANG. Cloning and expression analysis of 3-hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase (CcHMGR) genes in Cinnamomum camphora (L.) Presl[J]. Acta Pharmaceutica Sinica, 2020 , 55 (1) : 152 -159 . DOI: 10.16438/j.0513-4870.2019-0640

正文

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香樟(Cinnamum camphora (L.) Presl)是我国的珍贵药用和经济树种, 从其根、枝、叶和种子中提取的挥发油成分被广泛应用于化工、医药、食品等工业^[1]。根据香樟精油中所含主要成分的不同, 可以把香樟划分为油樟、异樟、芳樟、脑樟和龙脑樟5种化学类型^[2], 其主要成分分别为桉叶素、异橙花叔醇、芳樟醇、樟脑和龙脑。香樟精油已被证实具有抑菌^{[3, 4]}、抗氧化^{[5, 6]}、抗炎^{[7, 8]}、抗癌^[9]、镇痛^[10]、止痒^[11]等重要的药理作用。目前, 樟属植物沉水樟(Cinnamomum micranthum f. kanehirae)的基因组已经被报道^[12], 同时江香梅等^[13]和陈彩慧等^[14]也对不同化学类型的香樟叶片转录组进行了测序, 初步推测了香樟挥发油等萜类成分的合成通路。已报道的香樟萜类物质合成通路关键酶相关基因, 包括MK基因^[15]、DXS基因^[16]、DXR基因^[17]、CMK基因^[18], FPPS基因^[19]、GGPPS基因^[20]等, 但尚未见香樟HMGR基因克隆和表达分析的报道, 见图 1。

香樟精油主要是由单萜(monoterpenes)和倍半萜类(sesquiterpenes)化合物组成。萜类前体物质是通过存在于细胞质的甲羟戊酸(MVA)途径和质体的2-C-甲基-D-赤藓糖醇-4-磷酸(MEP)途径^[21]合成(图 1)。HMGR是MVA途径上游的第一个限速酶, 也是细胞质体内萜类化合物代谢的重要调控位点, 它含有两个HMGH-CoA功能结合基序(motif)和两个NADPH功能结合基序, 该酶催化3-羟基-3-甲基戊二酸单酰辅酶A (HMG-CoA)产生MVA, 这一步反应是需要依赖于NADP的不可逆转的过程, 因此萜类物质的产生受到限速酶活性的严格调控^[22]。

在药用植物中过量表达HMGR, 可以显著提高其萜类物质的积累。在雷公藤悬浮细胞中过表达TwHMGR基因, 导致二萜化合物雷公藤甲素及三萜化合物雷公藤红素含量的上升^[23]; 转HMGR基因的青蒿中, HMGR基因最高表达量是野生型的2.8倍, 而且最高青蒿素含量约是对照植株的1.8倍^[24]; 将人参PgHMGR基因转入桔梗毛状根中, 使其三萜皂苷和甾醇的积累量增加^[25]; 过表达丹参的SmHMGR1^[26]和SmHMGR2^[27]基因, 丹参毛根中二萜和三萜等的含量显著提高。因此, HMGR表达量的高低决定了萜类物质合成的共同前体IPP量, 从而对萜类化合物的合成起到十分重要的作用。

本研究以香樟为材料, 在前期转录组测序的基础上, 扩增得到香樟CcHMGR1和CcHMGR2基因cDNA的全长, 对氨基酸序列进行生物信息学分析, 并对香樟不同化学型叶片及不同组织中CcHMGRs基因的表达特性进行分析, 为香樟中萜类物质生物合成途径的解析及提高精油类化合物的含量提供了一定的参考。

材料与方法

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材料香樟(Cinnamum camphora), 采集自江西省龙脑樟繁殖基地, 栽于中国中医科学院温室, 其中包括油樟、异樟、芳樟、脑樟、龙脑樟5种化学型。新鲜的根、枝和叶, 采集后立即用液氮速冻, -80 ℃保存, 用于提取总RNA。

试剂超快新型植物RNA提取试剂盒购自北京华越洋生物科技有限公司; 焦碳酸二乙脂(DEPC)购自于西格玛奥德里奇(上海)贸易有限公司, Revert Aid Reverse Transcriptase, RiboLock RNase Inhibitor和10 mmol·L^-1 dNTP购自赛默飞世尔科技(中国)公司; Prime STAR HS DNA Polymerase, Taq^® DNA Polymerase和DL2000 DNA Marker和TB Green™ Premix Ex Taq™ Ⅱ购自宝生物工程(大连)有限公司; pEASY-Blunt Zero Cloning Kit和Trans T1感受态细胞购自于北京全式金生物技术有限公司; 所有引物均由生工生物工程(上海)股份有限公司合成。

仪器 MM400冷冻混合研磨仪(Retsch, 德国), 5810R型低温冷冻离心机(Eppendorf, 德国), NanoDrop2000分光光度计(Thermo Fisher Scientific, 美国), 9700 PCR仪(ABI, 美国), LightCycler480型Realtime PCR System (Roche, 瑞士), 紫外凝胶成像分析仪(Gene, 中国)。

总RNA的提取 香樟根、枝及叶总RNA的提取采用华越洋核酸提取试剂盒中的方法。实验中所用玻璃器皿、离心管和去离子水均用焦炭酸二乙酯(DEPC)浸泡处理, 以变性灭活RNase。将提取到的总RNA进行1%非变性琼脂糖凝胶电泳检测, 判断RNA的完整性; 使用分光光度计, 测定吸光度(A)值和A₂₆₀/A₂₈₀、A₂₆₀/A₂₃₀的比值, 以确定所提取总RNA的浓度及纯度; 并依照测定浓度确定下一步实验中合成cDNA所需模板的用量, 其余RNA置于-80 ℃冰箱中保存。

RNA的反转录 混合1 μg RNA, 1 μL 10 μmol·L^-1 oligo(dT)₁₈, 加DEPC水至12 μL, 65 ℃加热5 min, 产物置于冰上冷却; 待产物冷却后, 加入4 μL 5×Reaction Buffer, 2 μL 10 mmol·L^-1 dNTP, 1 μL RevertAid Reverse Transcriptase和1 μL RiboLock RNase Inhibitor混匀, 42 ℃加热60 min, 70 ℃加热5 min, 产物置于冰上冷却, 获得模板香樟cDNA。

cDNA全长的获得 二代转录组测序得到5个被注释为HMGR的unigene, 经比对筛选后发现仅存在两个不一致的HMGR, 根据已知的ORF序列片段, 设计特异性引物(表 1)。用序列特异引物, 按以下体积进行扩增反应: 0.5 μL PrimeSTAR HS DNA Polymerase, 10 μL 5×PrimeSTAR Buffer, 4 μL 2.5 mmol·L^-1 dNTP, 1 μL cDNA, 1 μL Primer L, 1 μL Primer R, 加ddH₂O至50 μL, 反应条件为: 98 ℃预变性5 min, 然后进行35个循环: 98 ℃ 30 s, 55 ℃ 30 s, 72 ℃ 2 min; 循环结束后72 ℃延伸10 min, 4 ℃保温; 对PCR产物进行1%非变性琼脂糖电泳检测。

克隆载体的构建、转化及鉴定 PCR产物与pEASY-Blunt Zero载体连接体系包括: pEASY-Blunt Zero载体1 μL (50 ng)、PCR产物2 μL、无菌去离子水2 μL, 室温孵育15 min。连接产物全部加入到50 μL置于冰上的感受态Trans T1感受态细胞中, 冰浴30 min; 42 ℃热激45 s; 冰浴3 min。加入500 μL预热至室温的液体LB培养基, 摇菌1 h (37 ℃, 250 r·min^-1)。取50 μL菌液涂布于含有卡那霉素的LB固体培养基上, 37 ℃培养过夜。次日挑选单菌落, 进行菌落PCR检测, 阳性克隆送至美吉生物医药科技有限公司测序。

生物信息学分析 利用NCBI的ORF Finder (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/orffinder/)分析CcHMGR1和CcHMGR2基因的开放阅读框(ORF); 利用ProtParam tool (http://web.expasy.org/protparam/)分析蛋白的理化性质; 利用TMHMM Server v.2.0 (http://www.cbs.dtu.dk/services/TMHMM/)预测跨膜结构; 利用SignalP 4.1 Server (http://www.cbs.dtu.dk/services/SignalP/)进行信号肽分析; 利用Bioeditor进行多重序列比对; 利用MEGA6中Neighbor-joining进行系统进化树的构建, 选用Jones-Taylor-Thornton (JTT)模型, bootstrap重复1 000次。

qRT-PCR检测 Realtime PCR测定香樟植株不同化学型及不同组织的叶片中CcHMGRs基因的表达量。采用引物设计工具Primer Premier 5设计Realtime PCR引物, 见表 1。反应体系: cDNA 1 μL, TB Green™ Premix Ex Taq™ Ⅱ 5 μL, Primer-L 0.2 μL, Primer-R 0.2 μL, ddH₂O 3.6 μL, PCR反应条件为:预变性95 ℃预变性30 s, 然后进行40个循环: 95 ℃ 5 s, 60 ℃ 34 s, 每组设置3次技术重复, 数据采用2^-^△△CT公式进行分析。

结果与分析

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1 香樟总RNA的提取及检测

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在对比多种RNA提取方法^{[28, 29]}后, 选用北京华越洋RNA快速提取试剂盒进行RNA提取。RNA非变性琼脂糖凝胶电泳结果显示: 28S rRNA和18S rRNA条带亮度的比例大约为2:1, 说明提取的总RNA的完整性较好; 经分光光度计测定A₂₆₀/A₂₈₀平均值为2.01, 表明总RNA的纯度较高, 可用于全长扩增及之后的Realtime PCR实验。

2 CcHMGRs基因的cDNA全长的克隆

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为深入研究香樟精油的生物合成机制, 前期利用二代测序技术对4种化学型香樟叶片进行转录组测序及组装注释分析, 并且对单独拼接的Unigenes和混拼的Unigenes均进行了分析, 得到了多条注释为HMGR的Unigenes, 但对其进行两两比对发现, 多数Unigenes为同一个基因, 筛选后有且仅有两条HMGRs, 这也与其近缘种沉水樟只有两条HMGRs基因的结果一致。这2条包含完整ORF序列的HMGRs基因, 长度分别为1 689 bp和1 683 bp。因此, 根据CcHMGR基因的ORF区设计该基因的上下游特异引物, 以5种化学型混合cDNA为模板进行PCR扩增, 结果如图 2。将PCR产物连接到pEASY-Blunt Zero克隆载体上, 转化大肠杆菌Trans T1, 经测序, 得出2条长度分别与转录组中HMGRs长度一致的编码区序列。序列比对分析后, 发现2条序列编码的均为3-羟基-3-甲基戊二酰辅酶A还原酶(CcHMGR), 在NCBI网站的GenBank数据库中进行注册, CcHMGR1登录号为MN163055, CcHMGR 2为MN163056。

3 CcHMGRs蛋白的生物信息学分析

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3.1 理化性质分析

运用在线工具ProtParam tool对CcHMGR1和CcHMGR2蛋白的理化性质进行分析, 预测其分别编码562和560个氨基酸, 推测其分子式分别为C₂₆₃₈H₄₂₃₈N₇₂₈O₇₈₈S₃₃和C₂₆₄₁H₄₂₄₄N₇₂₀O₇₇₆S₂₈, 对应分子质量为59.819 kDa和59.397 kDa; 等电点为8.20和8.61;该蛋白的不稳定系数(instability index)为45.47和44.94, 说明其较为不稳定; 脂肪系数(aliphatic index)为91.46和96.04;亲水性平均系数(grand average of hydropathicity, GRAVY)为0.154和0.232, 说明其为疏水性蛋白(GRAVY为负值, 蛋白亲水)。利用TMHMM Server v.2.0预测跨膜结构, 结果表明CcHMGR1存在2个跨膜结构, 分别位于39位和61位之间以及74位和96位之间的氨基酸; CcHMGR2存在与CcHMGR1类似, 也存在2个跨膜结构分别位于41位和63位之间以及76位和98位之间的氨基酸。利用SignalP 4.1 Server进行信号肽分析, 结果表明其为非分泌蛋白, 不存在信号肽。

3.2 CcHMGRs序列比对及结构域分析

对克隆得到的CcHMGRs基因编码的氨基酸进行初步的序列分析, 发现CcHMGR1和CcHMGR2蛋白相似度在75%以上, 主要差异位置存在于1~70和110~200位之间的氨基酸, 其余位置的氨基酸具有较高的保守性。Blastp结果显示, 与同属植物沉水樟仅有的两个HMGR相比, 香樟的CcHMGR1与沉水樟CkHMGR1 (AAY87014.1)的同源性最高(98.4%), 香樟的CcHMGR2与沉水樟CkHMGR2 (RWR72749.1)同源性最高为98.6%。

而CcHMGR1与丹参SmHMGR1 (ACD37361.1)同源性为70.18%, 与SmHMGR2 (ACT65734.1)同源性为69.46%, 与SmHMGR3 (AEZ55672.1)同源性为67.70%, 与蓖麻RcHMGR (XP_002510732.1)同源性为76.0%。CcHMGR2与丹参SmHMGR1同源性为73.2%, 与SmHMGR2同源性为71.8%, 与SmHMGR3同源性为69.4%, 与蓖麻RcHMGR同源性为77.1%。

将上述HMGRs与CcHMGRs氨基酸序列进行多重序列比对(图 3), 发现这两个CcHMGRs蛋白存在2个保守结构域HMG-CoA结合基序EMPIGYVQIP和TTEGCLVA, 2个NADP (H)结合基序DAMGMNM和GTVGGGT (图 3), 这4个保守结构域的功能是在NADPH的存在下以HMG-CoA为底物催化产生MVA。结果表明, 除N末端氨基酸序列存在较大的差异外, 不同物种间HMGR蛋白的氨基酸序列均具有较高的保守性。

3.3 CcHMGRs系统进化树的构建

为了进一步探索CcHMGRs与不同物种间的进化关系, 从NCBI的非冗余蛋白数据库(Nr)中选取来自于细菌、真菌、昆虫、动物和植物的23条HMGR蛋白与CcHMGRs蛋白进行系统进化分析。利用MEGA 6.0软件构建氨基酸序列的进化树, 结果(图 4)显示, 在进化过程中, 所有的HMGR都有共同的起源, 香樟的两个CcHMGRs与沉水樟的两个CkHMGRs分别聚在一起, 并且这4个蛋白与单子叶植物水稻、玉米和铁皮石斛聚在一起, 表现出较高的同源性, 表明其亲缘关系较近, 可能具有相似的功能。

4 CcHMGRs基因的特异性表达分析

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首先对Realtime PCR引物进行了设计及筛选, 最终选取CcHMGR1开放阅读框的1055~1214位和CcHMGR2开放阅读框的1050~1213位作为荧光定量扩增片段, 两对引物相似度低, 可很好的分别表征两基因的相对表达量, 引物见表 1。扩增曲线显示Actin^[30]和CcHMGRs引物的扩增效率良好, Ct值在24~29;熔解曲线分析也充分表示扩增曲线有良好的特异性, 表现为单峰, 无非特异性荧光峰。分析油樟、异樟、芳樟、脑樟和龙脑樟5种化学型叶片中CcHMGRs相对表达量, 得出CcHMGR1和CcHMGR2在各化学型叶片中均有表达, 且表达量相似, 以油樟中表达量最高, 分别是异樟3~4倍、芳樟的1.5~2倍、脑樟的2~3倍和龙脑樟的3~4倍(图 5A)。以油樟为研究对象, 分析香樟根、枝、叶组织中CcHMGRs相对表达量的结果显示, CcHMGRs在植株各组织中均有表达, 且均在根中最高, 枝中最低, 其中CcHMGR1在根中的相对表达量是枝和叶的5倍左右(图 5B), CcHMGR2根是枝的10倍, 是叶的1.5倍(图 5B)。这一结果与油樟中精油在根中含量最高, 在枝中最低的结果一致, 推测CcHMGRs基因很可能是调控香樟精油的生物合成过程中关键催化节点。

讨论

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单萜类化合物是构成香樟精油的主要成分, 也是中药冰片(龙脑, borneol)的主要来源, 解析香樟单萜类化合物的生物合成途径是阐明香樟精油产生机制和提高精油产量的分子基础^[31]。随着对植物次生代谢研究的深入, 发现HMGR在植物萜类和甾醇合成途径中起着至关重要的调节作用, 是催化MVA途径中一步重要的限速反应, 该基因表达的上调会明显促进植物萜类物质含量的增加^{[17-21, 32]}。

本文首次在香樟中克隆到2条CcHMGRs基因, 并通过多序列比对, 发现CcHMGRs与同属植物沉水樟的序列相似度高达95%以上, 与其他物种相似度高达70%左右, 其编码的CcHMGRs蛋白具有该家族非常保守的HMG-CoA和NADP(H)结合基序, 推测其具有HMGR蛋白的催化功能。通过系统进化分析, 发现双子叶植物香樟的HMGRs与单子叶植物水稻、玉米和铁皮石斛的HMGRs聚在一起, 出现这一现象的原因可能是香樟在进化中的特殊位置造成的。香樟属于木兰类(Magnoliids)中的樟目, 根据最新APG Ⅳ (被子植物种系发生)分类法, 木兰类较为原始, 在进化上要更靠近并且早于单子叶植物^[33], 更早于真双子叶植物。所以相比真双子叶植物, 香樟的HMGRs更容易和单子叶植物聚为一支。

实验室前期工作发现油樟精油含量最高(4.05%), 脑樟其次(3.26%), 然后是芳樟(2.17%)、龙脑樟(2.07%)、异樟最低(1.25%)^[34]。而本研究检测了CcHMGRs基因在5种香樟化学型中表达量, 发现油樟中CcHMGRs基因的表达量高于另外4种化学型香樟, 这一结果与前期的化学结果具有一致性。HMGR是萜类化合物生物合成MVA途径上游的第一个限速酶, 在药用植物中过量表达HMGR, 可以显著提高其萜类物质的积累^[17-21], 说明不同化学型香樟中HMGRs的表达量可能与萜类终产物的含量具有相关性。HMGRs基因在植物中的表达具有组织特异性, 例如其在鱼腥草的花中^[35], 金钗石斛的叶中^[36], 丹参的叶中^[37], 白木香的根中^[38]等的表达量均高于其他组织及器官。而在香樟中, CcHMGRs在根中表达量最高, 叶中其次, 枝条中表达量最低, 这与根中精油的含量最高, 叶中其次, 枝条中精油含量最低的结果具有一致性^[2], 说明CcHMGRs基因具有组织特异性的表达模式的同时, 也反映了CcHMGRs基因表达量的高低与香樟精油含量的高低呈正相关性。

综合本文研究, 发现CcHMGR1和CcHMGR2的蛋白的序列、理化性质及其基因的表达模式都具有较高的一致性, 推测CcHMGR1和CcHMGR2在香樟中是具有相同功能, 互为冗余基因, 更有利于面对复杂多变的生物及非生物胁迫^[39]。

基金

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国家自然科学基金资助项目(81573533)

参考文献

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文献

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排序方式：

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2020年第55卷第1期

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doi: 10.16438/j.0513-4870.2019-0640

接收时间：2019-08-14
首发时间：2026-01-20
出版时间：2020-01-12

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作者

出版历史

收稿日期：2019-08-14
修回日期：2019-09-06

基金

国家自然科学基金资助项目(81573533)

作者信息

1.天津中医药大学, 天津 301617

2.中国中医科学院中药资源中心, 道地药材国家重点实验室培育基地, 北京 100700

3.呼伦贝尔蒙医医院, 内蒙古呼伦贝尔 021000

通讯作者:

*申业, Tel:86-10-64014411-2955, E-mail:shenye70@hotmail.com;

黄璐琦, E-mail:huangluqi01@126.com

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2种不同金属材料的力学参数

科 Family	属数 Number of genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)	属 Genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)
鹅膏菌科Amanitaceae	2	11	5.26	鹅膏菌属 Amanita	10	4.78
小菇科 Mycenaceae	2	12	5.74	丝盖伞属 Inocybe	5	2.39
多孔菌科 Polyporaceae	8	14	6.70	蜡蘑属 Laccaria	5	2.39
红菇科 Russulaceae	3	23	11.00	小皮伞属 Marasmius	6	2.87
				小菇属 Mycena	11	5.26
				光柄菇属 Pluteus	5	2.39
				红菇属 Russula	17	8.13
				栓菌属 Trametes	5	2.39

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