微生物学报

土壤样品 Soil	pH	含水量 Water content (%)	有机碳 Organic carbon (g/kg)	全氮 Total nitrogen (g/kg)	硝氮 Nitrate nitrogen (mg/kg)	氨氮 Ammonium nitrogen (mg/kg)	有效磷 Available phosphorus (mg/kg)	速效钾 Available potassium (mg/kg)	溶解性有机碳 Dissolved organic carbon (mg/kg)	微生物生物量碳 Microbial biomass carbon(mg/kg)	微生物生物量氮 Microbial biomass nitrogen (mg/kg)
盐碱荒地 Wildland	9.00	15.95	9.78	0.82	0.13	14.75	6.09	201.61	65.10	144.65	39.99
玉米地 Maize field	9.21	13.91	10.00	0.71	5.99	9.49	4.68	167.68	50.41	144.36	46.65

土壤样品 Soil	pH	含水量 Water content (%)	有机碳 Organic carbon (g/kg)	全氮 Total nitrogen (g/kg)	硝氮 Nitrate nitrogen (mg/kg)	氨氮 Ammonium nitrogen (mg/kg)	有效磷 Available phosphorus (mg/kg)	速效钾 Available potassium (mg/kg)	溶解性有机碳 Dissolved organic carbon (mg/kg)	微生物生物量碳 Microbial biomass carbon(mg/kg)	微生物生物量氮 Microbial biomass nitrogen (mg/kg)
盐碱荒地 Wildland	9.00	15.95	9.78	0.82	0.13	14.75	6.09	201.61	65.10	144.65	39.99
玉米地 Maize field	9.21	13.91	10.00	0.71	5.99	9.49	4.68	167.68	50.41	144.36	46.65

土壤样品 Soil	碱化度 Exchangeable sodium percentage (%)	碳酸根 Carbonate (g/kg)	碳酸氢根 Bicarbonate (g/kg)	氯化物 Chloride (mg/kg)	硫酸根 Sulfate (mg/kg)	全盐含量 Total salt (g/kg)	水溶性钙 Water soluble calcium (mg/kg)	水溶性镁 Water soluble magnesium (mg/kg)	水溶性钾Water soluble potassium (mg/kg)	水溶性钠Water soluble sodium (mg/kg)
盐碱荒地 Wildland	10.2	0.029	0.387	46.94	79.51	0.87	52.76	7.35	7.74	92.46
玉米地 Maize field	44.7	0.071	0.372	105.29	202.78	1.57	33.15	3.69	3.25	221.31

土壤样品 Soil	碱化度 Exchangeable sodium percentage (%)	碳酸根 Carbonate (g/kg)	碳酸氢根 Bicarbonate (g/kg)	氯化物 Chloride (mg/kg)	硫酸根 Sulfate (mg/kg)	全盐含量 Total salt (g/kg)	水溶性钙 Water soluble calcium (mg/kg)	水溶性镁 Water soluble magnesium (mg/kg)	水溶性钾Water soluble potassium (mg/kg)	水溶性钠Water soluble sodium (mg/kg)
盐碱荒地 Wildland	10.2	0.029	0.387	46.94	79.51	0.87	52.76	7.35	7.74	92.46
玉米地 Maize field	44.7	0.071	0.372	105.29	202.78	1.57	33.15	3.69	3.25	221.31

Condition	Number of positive wells	Number of pure wells	Pure culture (%)	Number of ASVs	Number of genus	ASV isolation efficiency*	Genus isolation efficiency*
Concentration of TSB	1×	298	229	76.8	64	22	21.5	7.4
1/5×	1 097a	862a	78.6a	79	28	7.2	2.6
1/10×	861a	698a	81.1a	102	44	11.8	5.1
Soil dilution degree	ODC^†	1 007A	733B	72.8B	81	30	8.0	3.0
2×ODC	951B	827A	87.0A	105	43	11.0	4.5
Soil	Wildland	1 193	980	82.2	110	42	9.2	3.5
Maize field	1 063	809	76.1	55	25	5.2	2.4
Total		2 256	1 789	79.3	153	52	6.8	2.3

Condition	Number of positive wells	Number of pure wells	Pure culture (%)	Number of ASVs	Number of genus	ASV isolation efficiency*	Genus isolation efficiency*
Concentration of TSB	1×	298	229	76.8	64	22	21.5	7.4
1/5×	1 097a	862a	78.6a	79	28	7.2	2.6
1/10×	861a	698a	81.1a	102	44	11.8	5.1
Soil dilution degree	ODC^†	1 007A	733B	72.8B	81	30	8.0	3.0
2×ODC	951B	827A	87.0A	105	43	11.0	4.5
Soil	Wildland	1 193	980	82.2	110	42	9.2	3.5
Maize field	1 063	809	76.1	55	25	5.2	2.4
Total		2 256	1 789	79.3	153	52	6.8	2.3

高通量培养方法在苏打盐碱土细菌资源发掘中的应用

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滕钊军 ¹^,² , 蔡元锋 ²^,^* , 吴俏利 ² , 张耀鸿 ¹ , 贾仲君 ²^,³

微生物学报 | 技术与方法 2026,66(3): 1426-1446

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微生物学报 | 技术与方法 2026, 66(3): 1426-1446

高通量培养方法在苏打盐碱土细菌资源发掘中的应用

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滕钊军¹^,², 蔡元锋²^,^*, 吴俏利², 张耀鸿¹, 贾仲君²^,³

作者信息

^1.南京信息工程大学生态与应用气象学院，江苏南京

^2.中国科学院南京土壤研究所，土壤与农业可持续发展全国重点实验室，江苏南京

^3.中国科学院东北地理与农业生态研究所，吉林长春

Application of high-throughput cultivation methods for exploring bacterial resources in soda saline-alkaline soils

Zhaojun TENG¹^,², Yuanfeng CAI²^,^*, Qiaoli WU², Yaohong ZHANG¹, Zhongjun JIA²^,³

Affiliations

^1.School of Ecology and Applied Meteorology, Nanjing University of Information Science and Technology, Nanjing, Jiangsu, China

^2.State Key Laboratory of Soil and Sustainable Agriculture, Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, Nanjing, Jiangsu, China

^3.Northeast Institute of Geography and Agroecology, Chinese Academy of Sciences, Changchun, Jilin, China

出版时间: 2026-03-04 doi: 10.13343/j.cnki.wsxb.20250670

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摘要

收起

目的评价培养基浓度、土壤悬液稀释度及土壤类型对细菌高通量培养结果的影响，为苏打盐碱土微生物资源的高效挖掘提供理论依据和技术支撑。方法以盐碱荒地与玉米地表层土壤为研究对象，设置1×TSB、1/5×TSB、1/10×TSB 3种培养基浓度，结合最适和2×最适土壤悬液稀释度，开展细菌的高通量分离培养与分子鉴定，系统分析不同处理条件下细菌的培养偏好性。结果 2种土壤中原位细菌群落的优势门类为假单胞菌门(Pseudomonadota)、放线菌门(Actinomycetota)、酸杆菌门(Acidobacteriota)、芽孢杆菌门(Bacillota)和绿屈挠菌门(Chloroflexota)；前10个优势属中仅芽孢杆菌属(Bacillus)和红色杆菌属(Rubrobacter)为可培养类群。高通量培养共获得2 256个阳性体系，纯菌孔占比达79.3%；从中鉴定出153个扩增子序列变体(amplicon sequence variants, ASVs)，隶属于4门52属。平均每100个纯菌孔可获得6.8个ASVs或2.3个属。1/10×TSB培养基处理的纯菌孔占比最高，而1×TSB培养基的ASVs分离效率最优；2×最适稀释度在纯菌比例和分离效率方面均优于最适稀释度。盐碱荒地土壤在纯菌比例、ASV及属水平分离效率方面均高于玉米地土壤，且其特有ASVs数量更多。高通量培养获得的高频属包括假单胞菌属(Pseudomonas)、嗜氢菌属(Hydrogenophaga)、芽孢杆菌属(Bacillus)、类芽孢杆菌属(Paenibacillus)、食酸菌属(Acidovorax)和节杆菌属(Arthrobacter)，其中仅Bacillus为原位土壤中的优势属。结论高通量培养技术是快速获取苏打盐碱土细菌纯培养菌株的有效手段。相较于旱地土壤，盐碱荒地中可获得更高多样性的可培养细菌；适度降低培养基浓度和提高土壤悬液稀释度有助于提升纯菌分离效率和物种多样性。然而，多数原位优势类群难以通过单一类型培养基获得，未来需进一步拓展培养条件多样性以提高土壤优势细菌的可培养性。

关键词

苏打盐碱地 / 高通量培养 / 菌株资源 / 培养偏好

Abstract

收起

Objective To evaluate the effects of medium concentration, soil suspension dilution, and soil type on bacterial high-throughput cultivation outcomes, providing a reference for the exploration of bacterial resources in soda saline-alkali soils. Methods High-throughput cultivation and identification of bacteria from soda saline-alkali wildland and maize field soils were conducted. Three medium concentrations (1×TSB, 1/5×TSB, and 1/10×TSB), two soil suspension dilutions (optimal dilution and 2× optimal dilution), and two soil types (wildland and maize field) were set as experimental factors to analyze bacterial cultivation preferences under different treatments. Results The dominant bacterial phyla in both soils were Pseudomonadota, Actinomycetota, Acidobacteriota, Bacillota, and Chloroflexota. Among the top 10 dominant genera, only Bacillus and Rubrobacter were cultivable. A total of 2 256 positive cultures were obtained through high-throughput cultivation, with pure cultures accounting for 79.3%. A total of 153 amplicon sequence variants (ASVs) were identified, belonging to 52 genera of 4 phyla. On average, every 100 pure cultures yielded 6.8 ASVs or 2.3 genera. The 1/10×TSB medium resulted in the highest proportion of pure culture wells, while the 1×TSB medium showed the highest ASVs isolation efficiency. Cultivation with 2× optimal soil suspension dilution achieved higher pure culture ratios and isolation efficiency than the optimal dilution. The proportion of pure cultures, ASVs isolation efficiency, and genus isolation efficiency were all higher in wildland soil than in maize field soil, with more unique ASVs detected in wildland. The most frequently isolated genera via high-throughput cultivation were Pseudomonas, Hydrogenophaga, Bacillus, Paenibacillus, Acidovorax, and Arthrobacter, among which only Bacillus was a dominant genus in the soda saline-alkali soils. Conclusion High-throughput cultivation is an efficient method for obtaining numerous pure bacterial strains from soda saline-alkali soils within a short period. Natural wildland soil yielded more diverse cultivable bacteria than dryland soil. Moderately reducing medium concentration and soil suspension dilution improved pure culture isolation efficiency and diversity. However, most dominant soil taxa could not be cultivated via a single medium type, underscoring the need to diversify cultivation conditions to enhance the cultivability of dominant soil bacteria.

Key words

soda saline-alkali soils / high-throughput cultivation / strain resources / cultivation preference

引用本文

滕钊军, 蔡元锋, 吴俏利, 张耀鸿, 贾仲君. 高通量培养方法在苏打盐碱土细菌资源发掘中的应用. 微生物学报, 2026 , 66 (3) : 1426 -1446 . DOI: 10.13343/j.cnki.wsxb.20250670

Zhaojun TENG, Yuanfeng CAI, Qiaoli WU, Yaohong ZHANG, Zhongjun JIA. Application of high-throughput cultivation methods for exploring bacterial resources in soda saline-alkaline soils[J]. Acta Microbiologica Sinica, 2026 , 66 (3) : 1426 -1446 . DOI: 10.13343/j.cnki.wsxb.20250670

正文

收起

全球约有1×10⁹hm²的土地受到盐渍化的影响^[1-2]，其分布范围覆盖美洲、欧洲、亚洲及大洋洲等多个大洲。我国盐碱土面积约占全球总面积的1/10，达9.91×10⁷ hm^2[3]。盐碱土通常具有较差的理化性质，表现为肥力水平低、易板结、生物活性弱以及土壤温度偏低等特征^[4]。由于该类土壤具有高盐碱的极端环境特性，其微生物群落以耐盐碱乃至嗜盐碱类群为主。这些微生物凭借特殊的细胞结构、遗传特性与生理功能，不仅能够适应高盐碱胁迫，还可通过代谢活动在一定程度上改良盐碱土的理化性质^[5]。因此，挖掘盐碱土中的微生物资源对开发盐碱土微生物修复技术、提升盐碱地农业产能具有重要战略价值。

多项研究表明，不同地域盐碱土壤的细菌优势类群存在差异，在我国北方多数地区，如河西走廊^[6]、新疆阿克苏^[7]及河套平原^[8]盐碱土中假单胞菌门(Pseudomonadota)为优势类群；而天津滨海盐碱土^[9-10]则以芽孢杆菌门(Bacillota)为主；在东北的苏打盐碱土区域优势类群为Pseudomonadota与酸杆菌门(Acidobacteriota)^[8]，同时含有较高比例的放线菌门(Actinomycetota)、Bacillota及拟杆菌门(Bacteroidota)的细菌^[11-13]。在属水平上，盐碱土中的常见优势类群包括芽孢杆菌属(Bacillus)、乳杆菌属(Lactobacillus)^[9]及海洋芽孢杆菌属(Oceanobacillus)^[10]。目前，基于传统分离培养方法已从盐碱土中筛选出多种具有促生功能的菌株。例如，李青青等^[14]分离到2株Bacillus菌，并系统评估了其耐盐碱性、溶磷能力及对黄豆萌发的促进作用；张小霞等^[15]自柽柳根际盐碱土中分离出一株盐单胞菌属(Halomonas)细菌，该菌株具有溶解有机磷、固氮、产生吲哚-3-乙酸(indole-3-acetic acid, IAA)及1-氨基环丙烷-1-羧酸(l-aminocyclopropane-l-carboxylic acid, ACC)脱氨酶等多种促生特性；陈小娟等^[16]则从滨海盐碱地中筛选到2株Bacillus属细菌，研究证实其可显著提高玉米产量，并有效缓解盐胁迫对植物的伤害。

传统微生物分离培养方法通过配制特定组分的培养基模拟目标微生物的自然生长环境，并经由富集、分离、纯化与鉴定等一系列流程获取目标菌株。尽管该方法在环境微生物研究中仍具有重要地位，但其存在菌株类群覆盖范围有限、纯化周期较长以及鉴定成本较高等局限性^[17]。高通量分离培养技术，也称培养组学，基于梯度稀释和多条件培养的原理，通过将环境样品进行梯度稀释以实现微生物细胞的充分分散，从而提高获得单一细菌菌株的几率^[18]。近年来，该技术的进步显著提升了未知菌株的鉴定效率，降低了鉴定成本，并增加了新物种的发现概率，可在较短时间内建立大规模的纯种微生物培养体系，已成为挖掘特定环境中微生物菌株资源、构建微生物菌种库的重要策略^[19]。目前高通量分离培养技术已逐步应用于多种环境样本的微生物批量培养。例如，Bai等^[20]采用培养组学方法成功获得超过400株纯菌，构建了拟南芥叶际和根际的微生物纯培养资源库；Lagier等^[21]系统综述了近年来培养组学在人体微生物研究中的应用，指出通过该方法已鉴定出数百种与人体相关的新微生物；Bilen等^[22]于2018年更新的人类微生物物种库显示，2015-2018年间发现的新物种中66.2%系通过培养组学方法获得；张万源^[23]利用该技术从水稻根系中分离培养细菌，初步建成水稻根系细菌资源库，为解析根系微生物与水稻互作机制奠定了基础；宋蕾蕾等^[24]在对稻虾共作土壤细菌的研究中发现，高通量培养法所鉴定到的属级类群数量为传统涂布法的4倍。以上研究表明，高通量培养技术是系统挖掘特定环境中可培养微生物资源的高效手段。

本研究选择东北苏打盐碱区2类土壤样本，采用高通量培养技术获取一批分类地位明确的细菌纯培养菌株，旨在为开发适用于苏打盐碱土的沃土微生物菌剂储备候选菌种资源。同时，通过比较不同利用类型的盐碱土壤、土壤悬液稀释度、培养基浓度等培养条件对高通量培养结果的影响，系统分析微生物的培养偏好，以期为后续相关环境微生物的高通量分离培养工作在样品选择、培养体系设置等方面提供理论依据与方法参考。

1 材料与方法

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1.1 土壤样品基本信息

2021年10月，本研究在东北苏打盐碱地典型分布区吉林省白城市通榆县(44°50′27′′N, 123°14′56′′E)分别采集盐碱荒地和旱地(玉米地) 2类样地的表层土壤(0-20 cm)。采集后的新鲜土样立即装入自封袋，采用硬质瓦楞纸箱包装，并辅以冰袋维持低温环境，快速寄送至实验室。在实验室内去除土壤中可见的植物根系与石砾等杂质，过2 mm筛后于4 ℃保存。该采样区属温带半干旱气候，年平均温度为5.5 ℃，年平均降水量约350 mm，平均海拔约160 m。2种土壤样品的详细理化性质见表1和表2。

1.2 土壤细菌群落组成分析

土壤DNA提取与16S rRNA基因扩增由上海美吉生物医药科技有限公司完成。土壤DNA提取选用FastDNA^® Spin Kit for Soil (MP Biomedicals公司)。PCR反应体系(20 µL)：5×FastPfu Buffer 4 µL，dNTPs (2.5 mmol/L) 2 µL，515F (5′-GTGCCAGCMGCCGCGG-3′)/907R (5′-CCGTCAATTCMTTTRAGTTT-3′)引物(5 µmol/L)各0.8 µL，FastPfu DNA Polymerase (2.5 U/µL) 0.4 µL，BSA (10 mg/mL) 0.2 µL，模板DNA 10 ng，ddH₂O补足至总体积20 µL。PCR反应程序：95 ℃预变性3 min；95 ℃变性30 s，55 ℃退火30 s，72 ℃延伸45 s，共28个循环；72 ℃终延伸10 min。扩增产物经Illumina平台进行高通量测序。利用QIIME 2对原始测序数据进行质量控制，剔除低质量序列及引物、接头序列；进一步采用DADA2对质控后的序列进行处理并添加注释，最终生成细菌分类学表格以供后续统计分析。

1.3 培养基

1×TSB (trypticase soy broth)液体培养基：称取15.0 g TSB培养基粉剂溶于500 mL去离子水中(终浓度3%)，使用2 mol/L NaOH溶液调节pH至8.0，经121 ℃灭菌30 min；1/5×TSB和1/10×TSB液体培养基：分别称取3.0 g与1.5 g TSB培养基粉剂溶于500 mL去离子水中，同法调节pH至8.0并进行灭菌处理。碱性裂解缓冲液：将25 mmol/L的NaOH与0.2 mmol/L Na₂-EDTA混合，调节pH至12.0，灭菌后备用。中和缓冲液：配制40 mmol/L的Tris-HCl (pH 7.5)，灭菌处理。体积分数为80%的灭菌甘油：量取400 mL甘油与100 mL去离子水混合均匀，灭菌后用于菌种保存。

1.4 土壤细菌的高通量培养

土壤微生物的高通量培养与鉴定流程参照已有文献[18]并作适当调整。首先通过稀释梯度实验确定土壤悬液的最适稀释度(optimal dilution concentration, ODC)。具体步骤为：分别称取玉米地和盐碱荒地土壤样品各1.0 g，加入至装有50 mL无菌水的三角瓶中，于200 r/min摇床中振荡45 min制备土壤悬液。随后将该悬液接种于含50 mL 1×TSB液体培养基的离心管中，依次进行系列稀释，混匀后得到150×、300×、600×、1 200×、3 000×、6 000×、12 000×、24 000×、36 000×共9个梯度稀释液，并设置对照。将上述的梯度稀释培养液每个梯度分装3个96孔细胞培养板，每孔分装160 μL，采用parafilm膜封口后，于28 ℃恒温培养箱中静置培养。培养一周后使用酶标仪测定96孔细胞培养板在600 nm处的吸光度(OD₆₀₀值)，将OD₆₀₀值增加超过0.5且呈现肉眼可见的浑浊状态的孔判定为阳性孔，选取阳性孔比例约为50%的稀释梯度作为最适稀释度，用于后续正式培养实验。在正式培养阶段，分别以所确定的ODC和2×ODC 2个稀释水平，配合1/5×TSB和1/10×TSB 2种浓度的培养基，对2种土壤样品进行培养。每个稀释度-培养基组合设置5块96孔板作为重复，共计40板。培养2周后结束实验，筛选其中阳性孔占比介于30%-60%的培养板，使用多通道移液器从各阳性孔中吸取10 µL菌液，用于后续高通量分子鉴定。操作步骤示意图见图1。

1.5 高通量培养体系的分子鉴定

采用碱性裂解法提取细菌培养液的DNA。具体步骤为：向每孔含有10 µL样品的96孔PCR板中加入16.6 µL的碱性裂解液，在PCR仪中95 ℃下裂解菌体30 min；随后每孔加入16.6 µL中和缓冲液，混匀离心后作为模板DNA。在新的96孔PCR板中配制30 µL的PCR反应体系：DNA模板3 µL，带特异性标签的515F和907R引物(10 µmol/L)各0.6 µL，预混型Taq酶Premix (TaKaRa Taq version 2.0) 15 µL，无菌双蒸水10.8 µL。为便于后续序列溯源，每块96孔板使用1种标签化的907R引物(共50种)，用于区分不同板的测序来源；每孔使用1种标签化的515F引物(共96种)，用于区分同一板内不同孔的测序来源^[18]。PCR扩增程序：94 ℃ 2 min；94 ℃ 30 s，55 ℃ 30 s，72 ℃ 1 min，共30个循环；72 ℃ 5 min。

完成扩增后，将每个PCR板所有产物合并至15 mL的无菌离心管中，4 ℃保存。取每板混合PCR产物40 µL，经1%的琼脂糖凝胶电泳后切取目标条带，使用TaKaRa切胶回收试剂盒(TaKaRa MiniBEST Agarose Gel DNA Extraction Kit v4.0)进行纯化。将来自不同96孔板的纯化产物等摩尔量混合，每10-20板构建为一个测序文库，送往上海美吉生物医药科技有限公司进行建库与测序。利用Mothur软件对测序数据进行处理^[25]，首先依据反向引物标签拆分为各96孔板的混合序列文件，再根据正向引物标签进一步拆分为单孔序列。随后进行质控筛选，保留序列长度在370-380 bp范围内、出现频次大于20的高质量序列，最终生成扩增子序列变体(amplicon sequence variant, ASV)相对丰度表用于统计分析。序列分类学注释基于RDP training set version 16完成。

1.6 统计分析

采用R 4.4.3对细菌组成进行统计分析。高通量培养结果中，将单一测序孔中超过95%序列归属于同一ASV的孔定义为纯菌孔。基于ASV表，利用R的vegan包分别计算土壤微生物类群的Chao1、ACE、Shannon和Simpson指数，从而综合评估群落物种丰富度与均匀度^[26]。在属分类水平上，比较高通量培养获得的细菌类群与原始土壤原位微生物群落的组成差异，分析二者在优势类群上的异同。使用Origin 2025软件绘制不同ASVs的整体分布频率图，以及不同培养条件下可培养菌属的分布热图。

2 结果与分析

收起

2.1 土壤细菌群落组成

盐碱荒地和玉米地土壤细菌组成基本一致(图2)。在门水平上，优势类群有Pseudomonadota (26.8%-27.3%)、Actinomycetota (20.0%-21.3%)、Acidobacteriota (13.0%-16.2%)、Bacillota (8.4%-9.8%)、绿屈挠菌门(Chloroflexota, 7.1%-8.3%) (图2A)，其余类群包括Bacteroidota、浮霉菌门(Planctomycetota)、芽单胞菌门(Gemmatimonadota)、硝化螺菌门(Nitrospirota)等，占比均在8.0%以下。在属水平上，排名前10的仅有2个属于可培养类群，包括Bacillota门的Bacillus，占比3.2%-3.9%；Actinomycetota门的红色杆菌属(Rubrobacter)，占比0.7%-2.7%。其余未培养类群包括Acidobacteriota门Vicinamibacterales目的未分类群(norank Vicinamibacterales)、Actinomycetota门微球菌科的未培养属(unclassified Micrococcaceae)、Pseudomonadota门的RB41等(图2B)。玉米地细菌α多样性指数如下：Chao1指数为2 334.70、ACE指数为2 357.50、Shannon指数为6.97，明显低于盐碱荒地细菌的3个多样性指数值(2 859.42、2 918.02和7.12)。

2.2 土壤悬液稀释度及培养基的选择

在稀释梯度确定阶段选择1×TSB液体培养基进行培养，以便在短期内确定最适稀释度。每种土壤悬液均设置了9个稀释度进行培养，一周后96孔板的阳性孔数量见图3A、3B。盐碱荒地土壤悬液稀释度在600×以下时细胞培养板的96个孔均为阳性，随着土壤悬液稀释度的提升，阳性孔数量呈梯度减少，在稀释度为6 000×和12 000×时细胞培养板阳性孔数量分别为52和34，本研究折中选择10 000×作为盐碱荒地土悬液的最适稀释度进行正式培养实验。玉米地土壤悬液的稀释梯度确定结果类似，本研究选取6 000×作为玉米地土壤悬液的最适稀释度进行正式培养实验。

在正式培养实验时使用1/5×和1/10× 2种浓度的TSB培养基，结果表明平均每个96孔板上获得的阳性孔数量两者之间无显著性差异(图3B)。悬液稀释度选择最适和2×最适2种，结果表明2×最适稀释度获得阳性孔数量比最适稀释度少，但统计上不显著(P>0.05) (图3B)。所有40个正式实验获得的96孔板中，有6个出现了60个以上的阳性孔，1个仅29个阳性孔，其余33个96孔板的阳性孔占比均在30%-60%之间，共计获得阳性培养体系1 958个。在稀释梯度确定阶段获得的96孔板中选了6个(对应阳性孔298个)和正式实验产生的培养体系一起进行高通量鉴定。

2.3 高通量培养获得的细菌类型

通过鉴定所有的2 256个阳性培养体系，发现其中的1 789孔符合纯菌认定标准。这些纯菌分属于153种ASVs或菌株，属于4个细菌门中的47个已知属、4个未分类属以及1个未分类科。其中74个ASVs属于Bacillota中的16个已知属和2个未分类属；49个ASVs属于Pseudomonadota中的20个已知属和2个未分类属；29个ASVs属于Actinomycetota中的10个已知属和1个未分类科，1个ASV属于Bacteroidota的已知属(图4)。培养频率最高的几个属分别为假单胞菌属(Pseudomonas, 34.7%)、嗜氢菌属(Hydrogenophaga, 33.1%)、Bacillus (11.0%)、类芽孢杆菌属(Paenibacillus, 4.0%)、食酸菌属(Acidovorax, 2.7%)和节杆菌属(Arthrobacter, 2.0%) (图4)。在所有52个属水平类群中有28个属仅包含1个ASV，占比高达53.8%。

2.4 培养条件的影响

本研究依次分析了高通量培养过程中培养基浓度、土壤悬液稀释度以及土壤类型对ASVs的培养偏好(表3、图5、图6)。整体来看，所有阳性培养体系中纯菌的占比可达79.3%，每获得100个阳性培养体系平均可获得6.8种ASVs，2.3种细菌属。

2.4.1 培养基浓度的影响

在3种浓度培养基中1/10×TSB获得的纯菌孔占比最高，达81.1%，但从ASVs及微生物属的分离效率来看，1×TSB分离效率最高，每100个阳性孔平均可获得21.5种ASVs，对应7.4个属；而1/5×TSB分离效率最低，仅有2.6个属(表3)。从已培养的4个门的分离频率来看，3种培养基均对Pseudomonadota分离偏好最强(图5)，其中1/5×TSB对Pseudomonadota分离频率高达81.3%，其次为1/10×TSB，达68.6%，1×TSB相对略低，也达到61.1%。3种培养基偏好次强的是Bacillota，其中1×TSB对Bacillota分离频率达33.6%，其次为1/10×TSB，达20.8%，1/5×TSB相对略低，为15.7%。3种培养基对Actinomycetota的分离偏好差别不大，分离频率最高的为1/10×TSB，为10.6%，其他2种浓度的TSB对Actinomycetota的分离频率仅3.0%-4.8%。3种培养基对Bacteroidota分离偏好均最低，仅在1×TSB培养体系中检测到0.4%。

三种浓度培养基均对Bacillus、Hydrogenophaga和Pseudomonas表现出明显的培养偏好，只是在具体的分离频率上表现出一定差异(图5)。其中1×TSB对Bacillus的分离频率为19.7%，高于1/10×TSB和1/5×TSB的11.5%和8.2%；而1/10×TSB和1/5×TSB更倾向于分离Hydrogenophaga，分离频率分别达33.4%和33.9%，略高于1×TSB的29.3%。1/5×TSB对Pseudomonas的分离频率最高，为41.8%，1/10×TSB和1×TSB分别为27.5%和30.1%。仅在1/10×TSB中分离出的属有Anaerosolibacter和Brevundimonas等19种；仅在1/5×TSB中分离出的属有Azoarcus、Clostridium_sensu_stricto和Massilia等4种；仅在1×TSB中分离获得的属有Anaerobacillus、Mycetocola和Pontibacter共3种。

2.4.2 土壤悬液稀释度的影响

采用2×最适悬液稀释度培养时纯菌孔占比87.0%，明显高于最适稀释度时的72.8%，从ASV及微生物属的分离效率来看，2×最适稀释度培养时分离效率也更高，每100个阳性孔平均可获得11.0种ASVs，对应4.5种细菌属(表3)。图5展示了不同土壤悬液稀释度下各类群分离频率的相对高低。在2×最适稀释度下Actinomycetota、Bacillota分离频率分别为9.8%和18.7%，高于最适稀释度的2.6%和17.1%；最适稀释度下Pseudomonadota分离频率为80.4%，高于2×最适稀释度下的71.5%。对于Bacillus、Hydrogenophaga、Pseudomonas等高频分离属，最适稀释度下对Pseudomonas分离频率为47.3%，远高于2×最适稀释度下的24.8%；2×最适稀释度下对Bacillus和Hydrogenophaga的分离频率分别为10.5%和39.9%，高于最适稀释度的8.7%及26.6%。仅在最适稀释度分离获得的属有Anaerosolibacter、Azoarcus、Brevundimonas等6种；仅在2×最适稀释度分离获得的属有Afipia、Anaerobacillus、Bosea等20种(图5)。

2.4.3 土壤样本差异的影响

采用盐碱荒地土培养时纯菌孔占比82.2%，高于玉米地土的76.1%，同时具有远高于玉米地土的ASV及属分离效率。盐碱荒地土每100个阳性孔平均可获得9.2种ASVs，对应3.5种细菌属，而玉米地每100个阳性孔仅可获得5.2种ASVs，对应2.4种细菌属(表3)。从荒地土壤中培养获得3门42属110 ASVs，从玉米地土壤中获得4门25属55 ASVs。两者共有的ASVs有32种，玉米地特有的ASVs共23种，盐碱荒地特有的ASVs共78种。从盐碱荒地土中可以培养获得更多样化的菌种。

从具体的培养种类来看，2种土壤大部分可培养细菌属于Pseudomonadota，在盐碱荒地中占64.4%，在玉米地中占85.2%。排名第2的为Bacillota，在盐碱荒地中占24.7%，在玉米地中占14.2%。排名第3的为Actinomycetota，在盐碱荒地中占10.9%，在玉米地中仅占0.5%。从玉米地土壤样品中培养获得1个属于Bacteroidota的ASV。从属水平来看(图5)，在盐碱荒地土中Pseudomonas的分离频率达到了36.1%，其次是Hydrogenophaga的24.2%和Bacillus的13.4%；而玉米地土中分离频率最高的是Hydrogenophaga，为43.9%，接下来是Pseudomonas的33.0%、Bacillus的8.0%和Acidovorax的5.7%。

2.5 土壤细菌类群与可培养类群的比较

在盐碱荒地和玉米地土壤中利用细菌16S rRNA基因测序共检测到686个属，通过高通量培养获得了52个属的纯菌株，在属水平上培养类群约占土壤中全部类群的7.6%。基于各个培养属在高通量培养体系中的分离频率及其在土壤中的相对丰度，本研究计算了其培养偏好系数(cultivation bias coefficient, CBC) (图7)。结果表明本研究用到的高通量培养方法对2种土壤中的Pseudomonadota培养偏好最强，CBC值分别为2.8和3.5。对Bacillota的CBC值次之，分别为2.5和1.7。对Actinomycetota的CBC值较低，分别为0.6和0.02。对于土壤中的Acidobacteriota和Chloroflexota等其他优势门类未获得纯培养。

在属水平上，本研究用到的高通量培养方法对盐碱荒地和玉米地土壤中细菌的CBC值也比较一致。土壤优势属(相对丰度>1.0%)中Bacillus被成功培养，其在原位土壤中的占比分别为3.9%和3.2%，CBC值分别为3.4和2.5，显示出明显的培养偏好(图7A、7B)。Paenibacillus作为土壤中的近优势属(相对丰度0.8%左右)，CBC值也达到了5.3和4.1。Streptomyces作为土壤中另一个近优势属(相对丰度0.8%左右)，CBC值分别为0.9和0.3，显示出较低的偏好性，跟其所在门Actinomycetota一致。Micrococcaceae的未分类类群作为一类土壤中的未培养优势类群(2.5%-3.5%)，仅在荒地土样本中得到培养，CBC值为0.3，培养偏好低，同样属于Actinomycetota。土壤中的其他可培养优势属如Nitrospira、Rubrobacter、Sporosarcina、Bradyrhizobium在本研究中均未能分离。主要的高频培养属如Pseudomonas和Hydrogenophaga在土壤中的占比仅在0.1%-0.5%之间，其CBC值却高达87.2-307.3，培养偏好远超其他类群。其余CBC值在10以上的属也均为土壤中的稀有类群(相对丰度<0.1%)，包括Acidovorax、Arthrobacter、Variovorax、Terribacillus、Cupriavidus、Agromyces、Aneurinibacillus、Fictibacillus等，这部分类群在自然土壤中难检出，但在培养体系中具生长优势(图7A、7B)。

3 讨论

收起

3.1 培养基对高通量细菌培养结果的影响

TSB培养基是一种营养丰富的通用型培养基，含有胰蛋白胨、大豆蛋白胨和氯化钠等成分，能为多数细菌提供基础生长所需的氮源、碳源和微量元素。已有研究报道，利用该培养基可从根系微生物中成功分离大量可培养菌株^[18]。基于此，本研究以TSB为基础，通过调节其浓度以筛选适应不同营养条件的菌株。在稀释梯度确定阶段，采用1×TSB培养一周后即可观察到阳性孔OD₆₀₀值增加量超过0.5，且呈现肉眼可见的浑浊状态；而在正式实验中使用1/5×TSB和1/10×TSB培养基培养2周后，阳性孔比例进一步提高(表3)，表明在确定最适稀释度的基础上适度降低营养浓度有助于分离生长缓慢或稀有微生物类群。该策略与Mohamed等^[27]在海洋微生物分离中采用低营养条件以获取低丰度物种的方法一致。本研究进一步发现，1×TSB的ASVs分离效率高于2种低浓度的TSB，但1/10×TSB所获纯菌占比最高。造成这种差异的原因可能在于：1×TSB的富营养环境促进了异养型细菌在培养前期快速繁殖，加剧了种间竞争，使富营养类群优先占据生态位，从而抑制慢生长菌的增殖，最终分离得到更多属于富营养类型的ASVs^[28]。相比之下，1/5×TSB、1/10×TSB所构建的寡营养环境可缓解种间竞争强度，减少代谢抑制物积累，为稀有或慢生长菌株提供生长机会，进而提高纯菌比例。

在盐碱荒地土中1/5×TSB和1/10×TSB培养基各培养板阳性孔数量相近(图3)，这可能源于相同稀释度下各孔实际接种量接近，且2种营养条件下均存在适宜该土壤的菌株。在玉米地土中1/5×TSB所获阳性孔数量显著多于1/10×TSB培养基，这可能与玉米地因定期施肥形成的高营养环境有关，使其优势菌群更适应较高营养条件，从而在1/5×TSB中表现出更高生长活性^[29]。属水平分析显示，Bacillus在1×TSB分离效率最高(图5)，表明其对高营养环境具有明显偏好。Schaeffer等^[30]研究发现，高营养条件下Bacillus倾向于抑制孢子形成并优先进行营养生长与代谢以快速占据生态位；而在寡营养条件下则更易形成孢子进入休眠，这与本研究结果一致。Hydrogenophaga在3种浓度的培养基环境中分离频率差别仅有4.6个百分点，说明其在高通量培养过程中对营养浓度变化不敏感。Pseudomonas则在1/5×TSB中达到最高分离效率，提示该营养水平最适宜其生长繁殖。

盐碱荒地土壤与玉米地土壤的最适稀释度分别为10 000×与6 000×，反映2类土壤中可培养细菌的丰度与活性存在显著差异，进一步说明盐碱荒地中细菌丰度高于玉米地。该结果与林耀奔等^[31]关于荒地土壤细菌群落丰富度与多样性高于其他土地利用类型的报道相符。

高通量培养技术基于充分稀释使每孔尽可能仅含单个微生物细胞，从而构建大规模纯培养体系。因此，稀释度的选择需兼顾通量与纯度。在本研究中，最适稀释度与2×最适稀释度相比，前者阳性孔数量仅多5.9%，但纯菌孔数低11.4%，纯菌比例低14.2%，所获ASVs种类也少22.9%。从ASV与属水平的纯菌分离效率来看，2×最适稀释度均优于最适稀释度(表3)，说明适度提高稀释度虽略微牺牲通量，但可显著提高纯培养物种多样性。尽管土壤悬液经充分稀释，仍有20.7%的阳性孔为混合菌，可能由于部分细菌细胞与土壤颗粒紧密结合，未能充分分散^[32]。提高稀释度至2×最适稀释度可降低初始接种密度，从而减轻培养初期的种间竞争，为竞争力较弱的菌株提供生长机会；同时，低接种量也有助于减少细菌代谢产物(如抗生素与有机酸)的早期积累，缓解其对敏感菌株的抑制。已有研究指出，代谢产物抑制是限制难培养微生物分离的关键因素之一，高接种量易导致此类物质快速积累^[30]。因此，适度提高稀释度不仅有助于提升培养体系纯度，还可富集更多样化的微生物资源。随着稀释度从2×最适稀释度到最适稀释度，Pseudomonas的培养频率自24.8%上升到47.3%，而Hydrogenophaga则由39.9%降至26.6% (图5)。推测Pseudomonas在营养充足的条件下可通过快速糖酵解(如EMP途径)来占据竞争优势^[33]，在与Hydrogenophaga共存的培养初期更易形成单一优势类群。

在微生物资源开发中优化培养策略是获取多样化可培养菌株的关键。通过调整培养基类型和设置浓度梯度，可为不同营养需求的微生物创造适宜生长条件，这一策略有助于提高微生物的分离效率。尽管通用培养基能覆盖多数类群，但其针对性有限。未来可基于特定功能需求设计选择性培养基，结合高通量技术实现目标微生物的高效富集，为功能菌剂开发奠定基础^[34]。从菌剂产业化角度出发，快速生长的富营养微生物更具应用潜力。该类微生物繁殖周期短、培养成本低，易于实验室扩繁与规模化保存。通过组合具备不同生态功能的速生菌株可构建适用于盐碱地、重金属污染及设施农业等多样环境的菌剂配方，从而在资源多样性与开发效率之间取得平衡，推动微生物技术的实际应用转化^[35]。

3.2 土壤中的可培养细菌类群

盐碱荒地与玉米地可培养细菌类群的差异与其各自土壤环境特征密切相关。盐碱荒地中耐逆类群更为突出，而玉米地中富营养适应型类群丰度较高。例如，Rubrobacter和Micrococcaceae的未分类类群在盐碱荒地中的丰度均高于玉米地，与林耀奔等^[31]关于该类群偏好寡营养环境的报道一致。RB41属以及Vicinamibacteraceae和Vicinamibacterale的未分类类群在玉米地中丰度较高，研究表明其生长依赖外源有机碳^[36]，与玉米地长期施肥形成的高有机碳环境相吻合。因此，细菌群落结构的差异本质上是盐碱胁迫与养分条件双重筛选的结果：盐碱荒地的高盐碱环境筛选出更多耐逆类群，而玉米地的高养分条件则富集了富营养适应型类群。该结论为后续针对不同土地利用类型的盐碱土微生物资源挖掘提供了方向：从荒地中定向筛选耐盐碱功能菌，从玉米地中挖掘高效有机质分解菌。

无论从门水平还是属水平来看，高通量培养所获类群组成与原位土壤微生物群落均存在显著差异。在培养获得的4个门的纯菌株中对Pseudomonadota的培养偏好性最高，其培养频率远高于其在土壤中的相对丰度(图7)，推测原因如下：首先，已有研究表明在水稻土细胞提取过程中Pseudomonadota的细胞更易通过振荡脱离土壤颗粒进入悬液，而Acidobacteriota等类群与土壤颗粒结合紧密，脱落效率较低^[37]，导致接种悬液中Pseudomonadota比例偏高，进一步经高倍稀释后该差异被放大。这可能是培养体系中Pseudomonadota占比极高，而Acidobacteriota等优势或次优势门类未能获得的原因之一。其次，Pseudomonadota中包含大量富营养类群，能在高营养环境中快速增殖^[38]。尽管经过稀释，1/5×TSB与1/10×TSB培养基中仍含有较高浓度的多糖、蛋白质等营养物质，且碳氮比适宜，有利于该类群生长。此外，部分Pseudomonadota可分泌抗生素、铁载体或有机酸等代谢产物，抑制其他微生物生长，从而在种间竞争中占据优势^[39-40]。代先祝等^[41]也发现，在全培养基中常出现单一类群占优并抑制其他类群的现象，与本研究结果一致。作为盐碱土中另一优势类群，Actinomycetota的培养频率远低于Pseudomonadota (图7)。可能原因包括：土壤中的Actinomycetota依赖于作物的根系分泌物或秸秆腐解产物等特殊有机成分，而TSB的营养组成与其天然需求不一致，从而抑制其生长^[42]；此外，Actinomycetota在常温下普遍生长缓慢，需进行长期培养(>14 d)、升高培养环境温度或添加额外养分，而标准高通量培养周期(7-14 d)难以支持其充分增殖^[43]。

比较原位土壤属水平细菌丰度与高通量培养所获属的分离频率(图7)发现，土壤中的稀有物种Pseudomonas与Hydrogenophaga在培养后成为高频菌属。Pseudomonas在富营养环境下具备独特的代谢优势与竞争策略，其可在盐碱环境中通过合成甜菜碱等相容性溶质维持细胞内稳态^[44]，并能分泌铁载体与抗生素抑制其他微生物^[45-46]，从而在培养体系中占据优势。Hydrogenophaga则得益于其代谢灵活性与对好氧条件的适应性，既能利用富营养环境中的碳源快速增殖，也适宜于静态好氧培养条件^[47]，因而成为高频分离类群。在原位土壤中受资源竞争劣势或厌氧微环境限制，其丰度相对较低。Bacillus在高营养环境下可通过高效分解代谢快速获取能量，优先进行营养生长以抢占生态位优势^[30]，也成为优势类群之一。本研究同时发现，部分原位土壤中的优势类群在高通量培养后丰度下降或未能成功培养(图7)。例如，Micrococcaceae的未分类类群可能依赖根际或土壤团聚体中的低氧微环境生长，高通量培养提供的充足氧气抑制其增殖^[48]；RB41类群偏好寡营养条件，在富营养的TSB培养基中生长受抑^[49]；Rubrobacter的生长则依赖光合作用及Fe³⁺等特殊电子受体，在实验室的暗培养条件下难以生长^[50]。此外，部分菌株需与其他菌株共培养才能存活^[51]，因此寻找这些共生的菌株并纳入盐碱地菌种库是未来的研究方向之一。通过对45个96孔培养板中构建的2 256个阳性培养体系进行高通量鉴定，本研究获得了约7.6%的土壤细菌属。其中53.8%的属仅包含1个ASV，表明若进一步扩大培养通量有望获得更多ASVs与属级类群。

尽管本研究通过优化TSB培养基浓度与土壤悬液的稀释梯度实现了苏打盐碱土细菌的高通量培养，但在生境特异性适配方面仍存在不足，未能充分考虑苏打盐碱土高pH、高碱度的核心环境特征，导致依赖特殊离子条件或相容性溶质的微生物类群覆盖有限，部分“未培养优势类群”仍难以检出^[13]。近年来，极端环境微生物培养技术的快速发展为解决上述问题提供了新途径。微流控芯片技术^[52]可将单个微生物细胞与定制培养基封装于独立水性微滴中，通过数字化操控实现超高通量筛选。该技术不仅可避免种间竞争与代谢抑制，还能在液滴内精准调控离子梯度与营养供给，并结合液滴活力检测方法定量评估难培养菌的生长状况，分析菌株与培养基的匹配关系。同时，可搭配原位培养装置^[53]将微生物回置于苏打盐碱土中原位维持其原生环境，构建“微流控精准筛选—原位富集”一体化技术体系，进一步丰富可培养微生物资源库，为耐盐碱功能菌剂的筛选与应用提供技术支撑，推动微生物技术在盐碱地生态修复中的实际应用转化。

4 结论

收起

本研究表明，培养基作为高通量细菌分离培养的基础，其浓度的适度降低可有效抑制快速生长菌株的竞争性优势，从而提高阳性孔比例。不同土壤来源的细菌对培养基浓度表现出明显的偏好差异，该偏好直接影响菌株的分离效率及类群组成结构。土壤悬液的最适稀释度因土壤类型而异，在高通量分离培养过程中需统筹兼顾培养通量与纯菌纯度。适当提高稀释度虽会略微降低通量，但有助于提升纯培养体系的物种多样性。基于此，本研究提出采用低浓度培养基与高稀释度土壤悬液相结合的培养策略，有利于纯菌分离与多样性的同步提升。通过高通量分离培养技术，本研究成功从苏打盐碱土中分离并鉴定出153株细菌，为构建盐碱土微生物资源库提供了丰富的菌种材料。门水平高频分离类群为Pseudomonadota、Actinomycetota和Bacillota。属水平高频分离类群为Bacillus、Hydrogenophaga、Pseudomonas属。综上所述，本研究通过系统阐明培养基浓度优化、稀释度适配及土壤类型对培养结果的响应规律，为高通量分离培养技术的精细化建立与定向应用提供了重要的理论依据与实践参考。

基金

收起

中国科学院战略性先导科技专项(XDA28110100)
中国科学院战略性先导科技专项(XDA28020203)
国家重点研发计划(2022YFD1500203)
国家自然科学基金(42175138)

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文献

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2026年第66卷第3期

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文章信息

doi: 10.13343/j.cnki.wsxb.20250670

接收时间：2025-09-03
首发时间：2026-03-12
出版时间：2026-03-04

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出版历史

收稿日期：2025-09-03
录用日期：2025-12-11

基金

Strategic Priority Research Program of Chinese Academy of Sciences(XDA28110100)

中国科学院战略性先导科技专项(XDA28110100)

Strategic Priority Research Program of Chinese Academy of Sciences(XDA28020203)

中国科学院战略性先导科技专项(XDA28020203)

National Key Research and Development Program of China(2022YFD1500203)

国家重点研发计划(2022YFD1500203)

National Natural Science Foundation of China(42175138)

国家自然科学基金(42175138)

作者信息

^1.南京信息工程大学生态与应用气象学院，江苏南京

^2.中国科学院南京土壤研究所，土壤与农业可持续发展全国重点实验室，江苏南京

^3.中国科学院东北地理与农业生态研究所，吉林长春

通讯作者:

参考文献

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https://castjournals.cast.org.cn/joweb/wswxb/CN/10.13343/j.cnki.wsxb.20250670

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2种不同金属材料的力学参数

科 Family	属数 Number of genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)	属 Genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)
鹅膏菌科Amanitaceae	2	11	5.26	鹅膏菌属 Amanita	10	4.78
小菇科 Mycenaceae	2	12	5.74	丝盖伞属 Inocybe	5	2.39
多孔菌科 Polyporaceae	8	14	6.70	蜡蘑属 Laccaria	5	2.39
红菇科 Russulaceae	3	23	11.00	小皮伞属 Marasmius	6	2.87
				小菇属 Mycena	11	5.26
				光柄菇属 Pluteus	5	2.39
				红菇属 Russula	17	8.13
				栓菌属 Trametes	5	2.39

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TxT

土壤样品 Soil	pH	含水量 Water content (%)	有机碳 Organic carbon (g/kg)	全氮 Total nitrogen (g/kg)	硝氮 Nitrate nitrogen (mg/kg)	氨氮 Ammonium nitrogen (mg/kg)	有效磷 Available phosphorus (mg/kg)	速效钾 Available potassium (mg/kg)	溶解性有机碳 Dissolved organic carbon (mg/kg)	微生物生物量碳 Microbial biomass carbon(mg/kg)	微生物生物量氮 Microbial biomass nitrogen (mg/kg)
盐碱荒地 Wildland	9.00	15.95	9.78	0.82	0.13	14.75	6.09	201.61	65.10	144.65	39.99
玉米地 Maize field	9.21	13.91	10.00	0.71	5.99	9.49	4.68	167.68	50.41	144.36	46.65

土壤样品

Soil

含水量

Water content (%)

有机碳

Organic carbon (g/kg)

全氮

Total nitrogen (g/kg)

硝氮

Nitrate nitrogen (mg/kg)

氨氮

Ammonium

nitrogen (mg/kg)

有效磷

Available phosphorus (mg/kg)

速效钾

Available potassium (mg/kg)

溶解性有机碳

Dissolved organic carbon (mg/kg)

微生物生物量碳

Microbial biomass carbon(mg/kg)

微生物生物量氮

Microbial biomass nitrogen (mg/kg)

盐碱荒地

Wildland

9.00

15.95

9.78

0.82

0.13

14.75

6.09

201.61

65.10

144.65

39.99

玉米地

Maize field

9.21

13.91

10.00

0.71

5.99

9.49

4.68

167.68

50.41

144.36

46.65

土壤样品 Soil	碱化度 Exchangeable sodium percentage (%)	碳酸根 Carbonate (g/kg)	碳酸氢根 Bicarbonate (g/kg)	氯化物 Chloride (mg/kg)	硫酸根 Sulfate (mg/kg)	全盐含量 Total salt (g/kg)	水溶性钙 Water soluble calcium (mg/kg)	水溶性镁 Water soluble magnesium (mg/kg)	水溶性钾Water soluble potassium (mg/kg)	水溶性钠Water soluble sodium (mg/kg)
盐碱荒地 Wildland	10.2	0.029	0.387	46.94	79.51	0.87	52.76	7.35	7.74	92.46
玉米地 Maize field	44.7	0.071	0.372	105.29	202.78	1.57	33.15	3.69	3.25	221.31

土壤样品

Soil

碱化度

Exchangeable sodium percentage (%)

碳酸根

Carbonate (g/kg)

碳酸氢根

Bicarbonate (g/kg)

氯化物

Chloride (mg/kg)

硫酸根

Sulfate (mg/kg)

全盐含量

Total salt (g/kg)

水溶性钙

Water soluble calcium (mg/kg)

水溶性镁

Water soluble magnesium (mg/kg)

水溶性钾Water soluble potassium (mg/kg)

水溶性钠Water soluble sodium (mg/kg)

盐碱荒地

Wildland

10.2

0.029

0.387

46.94

79.51

0.87

52.76

7.35

7.74

92.46

玉米地

Maize field

44.7

0.071

0.372

105.29

202.78

1.57

33.15

3.69

3.25

221.31

Condition	Number of positive wells	Number of pure wells	Pure culture (%)	Number of ASVs	Number of genus	ASV isolation efficiency*	Genus isolation efficiency*
Concentration of TSB	1×	298	229	76.8	64	22	21.5	7.4
1/5×	1 097a	862a	78.6a	79	28	7.2	2.6
1/10×	861a	698a	81.1a	102	44	11.8	5.1
Soil dilution degree	ODC^†	1 007A	733B	72.8B	81	30	8.0	3.0
2×ODC	951B	827A	87.0A	105	43	11.0	4.5
Soil	Wildland	1 193	980	82.2	110	42	9.2	3.5
Maize field	1 063	809	76.1	55	25	5.2	2.4
Total		2 256	1 789	79.3	153	52	6.8	2.3

Condition

Number of

positive wells

Number

of pure

wells

Pure culture (%)

Number of

ASVs

Number

of genus

ASV

isolation

efficiency*

Genus

isolation

efficiency*

Concentration

of TSB

1×

298

229

76.8

21.5

7.4

1/5×

1 097a

862a

78.6a

7.2

2.6

1/10×

861a

698a

81.1a

102

11.8

5.1

Soil dilution

degree

ODC^†

1 007A

733B

72.8B

8.0

3.0

2×ODC

951B

827A

87.0A

105

11.0

4.5

Soil

Wildland

1 193

980

82.2

110

9.2

3.5

Maize field

1 063

809

76.1

5.2

2.4

Total

2 256

1 789

79.3

153

6.8

2.3