热带作物学报

引物名称Primer name	引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）
pCsSVP1-F	ATGACGACGGCAAGGCA
pCsSVP1-R	TCACTTCCAACCAGCACATG
pCsSVP2-F	ATGGCGAGGGAGAAGATAAAGATAAG
pCsSVP2-R	CTACAGTTTCAAGAGAAAGAAGAGAAACGC
pCsSVP3-F	ATGGCGCGAGAGAAGATAAAG
pCsSVP3-R	TCATTTCCACATAGAAGAAAAGGGC

引物名称Primer name	引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）
pCsSVP1-F	ATGACGACGGCAAGGCA
pCsSVP1-R	TCACTTCCAACCAGCACATG
pCsSVP2-F	ATGGCGAGGGAGAAGATAAAGATAAG
pCsSVP2-R	CTACAGTTTCAAGAGAAAGAAGAGAAACGC
pCsSVP3-F	ATGGCGCGAGAGAAGATAAAG
pCsSVP3-R	TCATTTCCACATAGAAGAAAAGGGC

引物名称Primer name	引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）
Csactin-qRT-F	CAATGAGCTTCGTGTTGCCC
Csactin-qRT-R	GATACGAACCAGTTGTGCGG
CsSVP1-qRT-F	AGGGCGAGCAAATTATGGAG
CsSVP1-qRT-R	TCGTTTTCACGAGAGTTCCC
CsSVP2-qRT-F	GGCTCATCGTCTTCTCGGCTA
CsSVP2-qRT-R	GAGTTGCTTCGGTCACTTGCTT
CsSVP3-qRT-F	AACGCAACAGCAAGACAAGTGA
CsSVP3-qRT-R	ACCGACATCAGCATCACAGAGA

引物名称Primer name	引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）
Csactin-qRT-F	CAATGAGCTTCGTGTTGCCC
Csactin-qRT-R	GATACGAACCAGTTGTGCGG
CsSVP1-qRT-F	AGGGCGAGCAAATTATGGAG
CsSVP1-qRT-R	TCGTTTTCACGAGAGTTCCC
CsSVP2-qRT-F	GGCTCATCGTCTTCTCGGCTA
CsSVP2-qRT-R	GAGTTGCTTCGGTCACTTGCTT
CsSVP3-qRT-F	AACGCAACAGCAAGACAAGTGA
CsSVP3-qRT-R	ACCGACATCAGCATCACAGAGA

基因名称Gene name	氨基酸长度Amino acid length	分子量Molecular weight/Da	不稳定指数Instability index	等电点pI	亲水系数Gravy	分子式Formula
CsSVP1	216	24 467.73	67.17	6.36	–0.660	C₁₀₄₂H₁₇₂₈N₃₁₂O₃₄₃S₁₁
CsSVP2	228	25 652.27	38.37	8.29	–0.540	C₁₁₀₆H₁₈₃₇N₃₂₇O₃₆₃S₉
CsSVP3	237	26 578.13	52.53	5.46	–0.550	C₁₁₄₁H₁₈₉₂N₃₃₄O₃₇₅S₉

基因名称Gene name	氨基酸长度Amino acid length	分子量Molecular weight/Da	不稳定指数Instability index	等电点pI	亲水系数Gravy	分子式Formula
CsSVP1	216	24 467.73	67.17	6.36	–0.660	C₁₀₄₂H₁₇₂₈N₃₁₂O₃₄₃S₁₁
CsSVP2	228	25 652.27	38.37	8.29	–0.540	C₁₁₀₆H₁₈₃₇N₃₂₇O₃₆₃S₉
CsSVP3	237	26 578.13	52.53	5.46	–0.550	C₁₁₄₁H₁₈₉₂N₃₃₄O₃₇₅S₉

蛋白质Protein	二级结构Secondary structure	三级结构Tertiary structure
CsSVP1	63.89%	9.72%	2.31%	24.07%	71.96%	0.77
CsSVP2	63.60%	10.53%	1.32%	24.56%	72.37%	0.78
CsSVP3	57.38%	12.24%	2.95%	27.43%	76.72%	0.76

蛋白质Protein	二级结构Secondary structure	三级结构Tertiary structure
CsSVP1	63.89%	9.72%	2.31%	24.07%	71.96%	0.77
CsSVP2	63.60%	10.53%	1.32%	24.56%	72.37%	0.78
CsSVP3	57.38%	12.24%	2.95%	27.43%	76.72%	0.76

墨兰CsSVPs的基因克隆和表达分析

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王翊冰 ¹^,² , 陆楚桥 ¹ , 林增裕 ¹ , 杨凤玺 ¹^,^* , 王亚琴 ²^,^*

热带作物学报 | 组学与生物技术 2025,46(12): 2855-2867

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热带作物学报 |组学与生物技术 2025 , 46 (12) : 2855 -2867

墨兰CsSVPs的基因克隆和表达分析

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王翊冰¹^,², 陆楚桥¹, 林增裕¹, 杨凤玺¹^,^*, 王亚琴²^,^*

作者信息

^1.广东省农业科学院环境园艺研究所/广东省园林花卉种质创新综合利用重点实验室，广东广州　510640

^2.华南师范大学生命科学学院，广东广州　510631

通讯作者:

^* 杨凤玺（YANG Fengxi），E-mail：yangfengxi@gdaas.cn

王亚琴（WANG Yaqin），E-mail：wangyaqin@m.scnu.edu.cn。

Cloning and Expression Analysis of CsSVP Genes in Cymbidium sinense

Yibing WANG¹^,², Chuqiao LU¹, Zengyu LIN¹, Fengxi YANG¹^,^*, Yaqin WANG²^,^*

Affiliations

^1.Institute of Environmental Horticulture, Guangdong Academy of Agricultural Sciences / Guangdong Provincial Key Laboratory for Innovative and Comprehensive Utilization of Garden Flower Germplasm, Guangzhou, Guangdong 510640, China

^2.College of Life Sciences, South China Normal University, Guangzhou, Guangdong 510631, China

出版时间: 2025-12-25 doi: 10.3969/j.issn.1000-2561.2025.12.004

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摘要

收起

墨兰作为一种重要的观赏花卉，在其花发育过程中需要经历漫长的低温休眠时间才能开花。SHORT VEGETATIVE PHASE（SVP）基因是植物开花途径中的关键调控因子，在植物休眠开花中发挥着重要作用。本研究以小香墨兰为材料，克隆3个SVP同源基因，分别命名为CsSVP1、CsSVP2和CsSVP3。生物信息学分析结果表明，3个CsSVP基因全长分别为651、687、714 bp，分别编码216、228、237个氨基酸，均含有保守的MADS-box和K-box结构域。氨基酸序列比对和系统进化分析结果显示，CsSVP1与春兰CgSVP相似性最高，CsSVP2与扇形文心兰EpMADS18相似性最高，CsSVP3与秋石斛DhcSVP相似性最高。CsSVP1与春兰CgSVP亲缘关系较近；CsSVP2与扇形文心兰EpMADS18亲缘关系较近，而CsSVP3与秋石斛DhcSVP亲缘关系较近。启动子顺式元件分析表明，CsSVPs基因含有许多光响应、激素响应及其他元件。qRT-PCR结果表明，3个CsSVPs基因在墨兰根、茎、叶、花、果各组织中均有表达，其中CsSVP1、CsSVP3基因的表达模式相似，均在叶、茎中积累，在花和果中表达量显著下降；而CsSVP2则在果中的表达量最高，其次在叶、茎和花中均有明显表达。同时检测其在不同花器官中的表达情况发现，3个CsSVPs均在萼片中表达量最高。不同花发育时期的表达结果显示，CsSVP2基因在发育早期（S₁）阶段表达量最高，随着花器官的发育其表达量下降，在成熟的花朵（S₅）时期表达量最低。CsSVP1和CsSVP3在花器官中的整体表达水平不高，其中CsSVP1的表达量在S₂时期最高，在S₅时期表达量最低；而CsSVP3则在S₂时期表达量最低，在花发育后期表达量持续升高。低温处理发现，CsSVP1和CsSVP2在低温处理后的表达量略有提升，CsSVP3则显著下降；而在ABA的处理中，仅CsSVP1的表达受到明显抑制，CsSVP2、CsSVP3则无响应。这些结果表明不同的CsSVP基因其功能存在差异，在兰花低温休眠促进开花过程中可能发挥不同作用，为进一步解析墨兰SVP基因在花发育过程中的具体功能提供实验依据。

关键词

墨兰 / SVP / 基因克隆 / 表达分析

Abstract

收起

As an important ornamental flower, Cymbidium sinense needs to undergo a long period of low temperature dormancy during its flower development to achieve flowering. SHORT VEGETATIVE PHASE (SVP) is a key regulator in plant flowering pathway and plays an important role in plant dormancy and flowering. In this study, three SVP homologous genes, named CsSVP1, CsSVP2 and CsSVP3, were cloned from Xiaoxiang. The results of bioinformatics analysis showed that the full-length of the three CsSVPs genes were 651 bp, 687 bp and 714 bp, encoding 216, 228 and 237 amino acids, respectively, and all of them contained conserved MADS-box and K-box domains. Amino acid sequence alignment and phylogenetic analysis showed that CsSVP1 had the highest similarity with CgSVP, CsSVP2 and CsSVP3 had the highest similarity with EpMADS18 and DhcSVP, respectively. CsSVP1 was closely related to CgSVP of C. goeringii. CsSVP2 was closely related to EpMADS18, while CsSVP3 was closely related to DhcSVP. Promoter cis-element analysis showed that the CsSVPs gene contained many light response, hormone response and other elements. The results of qRT-PCR showed that the three CsSVPs genes were expressed in roots, stems, leaves, flowers and fruits of C. sinense. The expression patterns of CsSVP1 and CsSVP3 genes were similar, which were accumulated in leaves and stems, and the expression levels in flowers and fruits were significantly decreased. The expression of CsSVP2 was the highest in fruit, followed by leaves, stems and flowers, suggesting that their biological functions may be quite different. At the same time, the expression in different floral organs was detected, and it was found that the three CsSVPs had the highest expression in sepals. Furthermore, the expression of CsSVP2 gene in different flower development stages was also detected. It was found that the expression level of CsSVP2 gene was the highest in the S₁ stage of early development, and decreased with the development of flower organs, and the expression level was the lowest in the S₅ stage of mature flowers. The overall expression levels of CsSVP1 and CsSVP3 in floral organs were not high. The expression level of CsSVP1 was the highest in S₂ period and the lowest in S₅ period. The expression level of CsSVP3 was the lowest in S₂ period, and the expression level continued to increase in the late stage of flower development. In addition, low temperature treatment found that the expression of CsSVP1 and CsSVP2 increased slightly after low temperature treatment, while CsSVP3 decreased significantly. In ABA treatment, only the expression of CsSVP1 was significantly inhibited, while CsSVP2 and CsSVP3 did not respond. The results suggest that different CsSVPs genes have different functions and may play different roles in the process of low temperature dormancy promoting flowering of orchids, which would provide an experimental basis for further analysis of the specific functions of SVP genes in the process of flower development.

Key words

Cymbidium sinense / SVP / gene cloning / expression analysis

引用本文

王翊冰, 陆楚桥, 林增裕, 杨凤玺, 王亚琴. 墨兰CsSVPs的基因克隆和表达分析. 热带作物学报, 2025 , 46 (12) : 2855 -2867 . DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2025.12.004

Yibing WANG, Chuqiao LU, Zengyu LIN, Fengxi YANG, Yaqin WANG. Cloning and Expression Analysis of CsSVP Genes in Cymbidium sinense[J]. Chinese Journal of Tropical Crops, 2025 , 46 (12) : 2855 -2867 . DOI: 10.3969/j.issn.1000-2561.2025.12.004

正文

收起

墨兰（Cymbidium sinense）是兰科（Orchidaceae）兰属（Cymbidium）多年生草本植物，主要分布于中国南部及亚洲热带地区^[1]，通常在每年1—3月开花，因此也被称为“报岁兰”^[2]。墨兰具有极高的欣赏和药用价值，深受世界各国人民喜爱。然而，其幼年期长达4 a且花期休眠长达半年以上，生长周期限制了其产业化的大规模应用。因此，了解墨兰开花休眠过程的关键调控机制对缩短其开花年限具有重要的理论意义及潜在的经济价值^[3-5]。

SHORT VEGETATIVE PHASE（SVP）作为MADS-box基因家族的重要成员，在调控植物开花时间和花器官分化进程中发挥着关键作用^[6]。SVP主要在营养组织中表达，能够整合内外源和环境信号，调控植物从营养生长到生殖生长的转变^[7-9]。SVP能够与春化途径的关键调控因子FLOWERING LOCUS C（FLC）互作，形成蛋白二聚体，抑制FT的表达^[10]。同时，SVP也能够直接与FT和SOC1启动子中的CArG基序结合，抑制其转录，从而抑制生殖发育和成花转变^[11]。尽管SVP在控制植物物种间的成花转变和花发育中具有保守作用，但不同物种之间或同一物种内的SVP同源基因之间也存在功能多样性^[12]。如拟南芥SVP基因家族主要包括SVP和AGL24，二者在成花转变过程中的作用相反，SVP是开花抑制因子，而AGL24是开花促进因子^[13]；在拟南芥中过表达百合LfSVP基因会延迟拟南芥开花并导致花器官缺陷^[14]；而过表达竹子SVP同源基因PvSVP1，则会导致早期开花并产生异常的花瓣和萼片^[15]。除调控植物开花时间及花器官分化外，SVP在多年生植物芽休眠和春化过程的调控中亦具有重要生物学功能。研究表明，水仙SVP同源基因NSVP1可通过与开花信号通路相关基因互作，在休眠诱导时维持抑制开花状态，而在休眠解除时解除抑制，从而实现对休眠周期与花发育进程的精准调控^[16]。此外，李子SVP同源基因DAM基因家族不仅参与休眠诱导和解除过程，还在花器官发育进程中发挥重要调控作用^[17]。

兰花在开花前通常需经历季节性休眠，其休眠解除依赖于低温积累或特定环境信号，以确保开花与季节同步^[18]。如蝴蝶兰需低于26 ℃的温度条件，杓兰属则需经历5 ℃或零下的春化作用。值得注意的是，部分兰花种类则需通过高温信号打破休眠，如某些石斛品种在高温下开花；文心兰则需持续30 ℃高温激活热应激响应以及抗坏血酸通路以诱导开花^[19]。在此过程中，SVP被认为是兰花开花调控的重要候选基因^[20]。然而，墨兰中尚未有对SVP家族基因的报道，其在开花诱导、休眠及花发育进程中的作用还不清楚。因此，本研究以小香墨兰为材料，克隆3个墨兰CsSVP基因，通过生物信息学对其进行分析，同时利用RT-qPCR方法检测CsSVPs在墨兰不同器官、不同花组织部位和不同花发育时期的表达情况，为进一步研究CsSVP基因在墨兰花发育过程中的作用奠定基础。

1　材料与方法

收起

1.1　材料

试验材料为小香墨兰品种，均来自广东省农业科学院环境园艺研究所。挑选3株长势较好的墨兰，采集其根、茎、叶、花、果、成熟花器官及不同发育时期的花芽，用液氮速冻，–80 ℃保存备用。主要试剂：反转录试剂[All-in-One First-Strand Synthesis MasterMixz (with dsDNase)]、实时荧光试剂[2×SYBR Green qPCR Premix (Universal)]购自广州欣凯莱生物技术有限公司；DH5α化学感受态细胞购自生工生物工程技术（上海）股份有限公司；RNA提取试剂盒（FastPure Universal Plant Total RNA Isolation Kit）、高保真酶（2×Phanta Flash Master Mix）、产物纯化试剂盒（FastPure Gel DNA Extraction Mini Kit）和克隆载体试剂盒（5 min TA/Blunt Cloning Kit）均购自南京诺维赞公司；引物及测序由杭州有康生物科技有限公司完成。

1.2　方法

1.2.1　墨兰总RNA提取

使用RNA提取试剂盒提取墨兰根、茎、叶、花、果、成熟花器官（萼片、唇瓣、花瓣和合蕊柱）以及不同花发育时期花芽的总RNA，用超微量分光光度计测RNA浓度，并使用1%的琼脂糖凝胶电泳检测其纯度。

1.2.2　 CsSVPs克隆

基于已发表的墨兰全基因组序列信息^[21]，发现3个SVP基因，分别命名为CsSVP1、CsSVP2和CsSVP3。通过NCBI（https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi）数据库设计克隆特异引物（表1），并以墨兰品种小香花芽的cDNA为模板，进行PCR扩增。PCR产物经回收纯化后，连接到克隆载体上并转化到化学感受态中培养，测序成功后提取质粒，保存备用。

1.2.3　 CsSVPs生物信息学分析

使用Expasy-ProtParam（https://web.expasy.org/protparam/）和MEME（https://meme-suite.org/meme/index.html）在线软件分析CsSVPs的理化性质和保守基序；使用SOPMA（https://prabi.ibcp.fr/htm/site/web/app.php/home）和SWISS-MODEL（https://swissmodel.expasy.org/）在线软件预测CsSVPs蛋白二级结构和三级结构；使用STRING（https://cn.string-db.org/）在线软件预测可能与CsSVPs发生互作的蛋白质；使用DNAMAN软件进行多序列比对，并使用MEGA 11.0软件构建系统进化树。

1.2.4　 CsSVPs启动子顺式元件分析

根据墨兰基因组数据库获取CsSVPs的启动子序列3000 bp。使用PlantCARE（https://bioinformatics.psb.ugent.be/webtools/plantcare/html/）和PlantPan3.0（http://plantpan.itps.ncku.edu.tw/promoter.php）在线软件预测顺式作用元件和结合位点，使用Tbtools软件进行可视化绘图。

1.2.5　 CsSVPs时空表达分析

使用RT-qPCR方法分析CsSVPs在墨兰不同器官（根、茎、叶、花、果）、不同花发育阶段（花芽分化初期S₁、花芽分化发育期S₂、花梗伸长期S₃、排铃期S₄和开花期S₅）、开花期（S₅）不同花组织部位（萼片、花瓣、唇瓣、合蕊柱）的表达模式，利用墨兰β-actin作为内源参考，引物见表2。设置3个生物学重复，结果采用2^-∆∆Ct方法计算。

1.2.6　 CsSVPs在不同温度以及ABA处理下的表达分析

选取6株生长状态一致的墨兰分成2组，分别置于白天30 ℃/晚上25 ℃和白天15 ℃/晚上10 ℃的环境中处理，每个处理各3株，处理前取1次叶片样品，标记为CK，每隔10 d取1次叶片样品，共取4次，每次取样设置3个生物学重复。ABA处理：选取生长状况一致的墨兰叶片，擦净后，使用10 mg/L ABA浸泡处理8 h，处理组设置3个生物学重复，均放置于室温避光处理。以上样品均用液氮保存，提取RNA，以反转录合成的cDNA为模板，墨兰β-actin为内参，进行RT-qPCR实验，结果采用2^–∆∆Ct方法计算。

2　结果与分析

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2.1　 CsSVPs全长克隆

以墨兰小香的花芽RNA为模板，反转录得到cDNA，基于已发表的墨兰全基因组序列信息设计SVP特异性引物，进行PCR扩增，经连接、转化、测序后得到3个CsSVP基因序列，将其命名为CsSVP1、CsSVP2、CsSVP3，全长分别为651、687、714 bp（图1）。

2.2　 CsSVPs生物信息学分析

将克隆得到的CsSVPs的核苷酸序列翻译成氨基酸序列，发现CsSVP1、CsSVP2、CsSVP3分别编码216、228、237个氨基酸（表3）。CsSVPs氨基酸序列理化性质分析结果显示，CsSVP1和CsSVP3为不稳定蛋白（不稳定指数大于40），CsSVP1和CsSVP3为酸性蛋白，而CsSVP2为碱性蛋白，三者均为亲水蛋白，CsSVP1的亲水性比较强（表3）。Blastp在线分析3个CsSVPs蛋白结构域结果显示，CsSVP1、CsSVP2、CsSVP3都拥有保守的MADS-box结构域和K-box结构域（图2A~图2C）。使用MEME软件对CsSVP1、CsSVP2、CsSVP3蛋白中的保守motif进行预测，得到3个CsSVP蛋白基序的分布图，结合获得的3个CsSVP蛋白结构域图可知，motif1和motif2分别对应MADS和k-box结构域（图2D）。使用SOPMA和SWISS-MODEL软件对3个CsSVP蛋白的二级、三级结构进行预测发现，3个CsSVP蛋白均由α-螺旋、延伸链、β-转角及无规则卷曲组成，其中α-螺旋占比最大，β-转角占比最小（表4）。挑选一致性分别为71.96%、72.37%和76.72%的序列构建CsSVPs蛋白三级结构，三者的全球模型质量估计指数都比较接近，最高的是CsSVP2（图3A）。蛋白互作预测结果显示，CsSVPs可能与其他开花相关蛋白GI、ADO3、TSF、VRN1、MSI4、TFL1、ELF3、LFY、FRI、K7J8.9等相互作用（图3B）。

利用DANMAN软件对墨兰和多个物种SVP同源蛋白的氨基酸序列进行比对，结果表明，CsSVP1与春兰CgSVP的相似性最高（90.13%），CsSVP2与扇形文心兰EpMADS18相似性最高（88.26%），CsSVP3与和秋石斛DhcSVP相似性最高（86.08%）（图4）。为进一步分析CsSVPs蛋白的系统进化情况，从NCBI数据库中挑选多条与CsSVPs氨基酸序列具有一定同源性的氨基酸序列，使用最大似然法（ML）构建系统发育进化树（图5）。CsSVPs与其他兰科植物均聚类在单子叶SVP/AGL24的进化支上，CsSVP1与春兰CgSVP亲缘关系最近，CsSVP2与扇形文心兰EpMADS18亲缘关系较近，而CsSVP3与秋石斛DhcSVP亲缘关系较近。

2.3　 CsSVPs启动子顺式元件分析

根据墨兰基因组参考序列，得到CsSVPs基因CDS编码区前3000 bp的启动子区域。利用PlantCARE软件预测其进行顺式元件和结合位点，在3个CsSVPs基因启动子中共鉴定出44种核心元件（图6），根据功能可分为光响应元件（Box4、GATA-motif、G-box、TCT-motif、MRE、Gap-box、GT1-motif、AT1-motif、TCCC-motif、I-box、chs-CMA1a、AE-box、LAMP-element）、激素响应元件（ERE、as-1、CGTCA-motif、TGACG-motif、ABRE、P-box、TCA-element、TATC-box、AuxRR-core、TGA-element、CCGTCC motif）以及植物生长发育和胁迫响应等元件（MYC、MYB、STRE），其中，光响应元件占比最大，为30%，其次是激素响应元件。另外，在CsSVP1和CsSVP2中均有低温响应元件（DRE core）。

2.4　 CsSVPs的时空表达分析

利用qRT-PCR方法分析CsSVPs在墨兰不同组织器官、不同花发育时期和不同花器官的表达特性。结果显示，CsSVP1在叶中相对高表达，是其他组织的1.4~30倍，其次是茎，最后是根，在花跟果中的相对表达量显著下降；CsSVP2在果中的表达量最高，是其他组织的1.3~3倍，其次是在叶中有较高的转录水平，在茎和花中的表达量较为接近；CsSVP3与CsSVP1的表达模式相似，其在叶中表达量最高，而在果中的表达量接近于零，在叶中的表达量约是果的99倍（图7）。总体上看，CsSVPs主要在墨兰营养组织中表达。

在不同花发育阶段中，CsSVP1在发育早期S₁、S₂时期的转录水平相对较高，且在S₂时期的表达量达到顶峰，随着花发育时间的推移，其表达量逐渐下降，到成熟花朵（S₅）时期的表达量最低，几乎没有；CsSVP2在发育早期S₁时期的表达量最高，并随着花器官发育，其表达量下降，在成熟花朵S₅时期的表达量最低；CsSVP3在S₂时期的表达量最低，而后逐渐上升，到S₅时期的表达量达到最高（图8）。以上结果表明3个CsSVP基因在不同花发育阶段差异表达。

墨兰花器官的表达谱分析结果（图9）显示，CsSVP1基因在墨兰萼片中的相对表达量较高，在花瓣和唇瓣中的表达量几乎没有；CsSVP2基因在萼片中的表达量较高，其次是合蕊柱；CsSVP3基因在萼片中的表达量较高，其次是花瓣，在唇瓣中的表达量较低。说明CsSVPs主要在外轮花器官中表达。

2.5　 CsSVPs在低温和ABA处理下的表达分析

对墨兰进行高、低温处理，分析3个CsSVP基因的表达模式。由图10可知，经过高温和低温处理，整体上CsSVP1和CsSVP2的表达模式有相同之处，在同一时间点的低温处理表达量均高于高温处理，但具体来看，CsSVP1和CsSVP2的表达有所差异，CsSVP1在高温处理后的表达量均低于CK，而在低温处理后的表达量均高于CK，并且在10 d时的表达量达到最高。CsSVP2在高温处理后的表达量除20 d外，均低于CK，在低温处理后的表达量随着时间的延长而逐渐下降，从10 d的高于CK逐渐减少到40 d的低于CK。而在高温和低温的处理下，CsSVP3的转录水平受到显著抑制。墨兰叶片经ABA处理后，CsSVP1的表达量下降，CsSVP2的表达量与CK基本一致，而CsSVP3的表达量略微下降。

3　讨论

收起

对于观赏植物来说，其连续开花能力与商业和观赏价值紧密相关，而墨兰幼年期长，开花期短，并且一年一花，极大程度地影响了其商业和观赏价值^[22]。植物从营养生长向生殖生长转变，需要经过光周期途径、年龄途径、赤霉素途径、自主途径、春化途径以及环境温度途径等6个途径^[23]，而SVP能够在环境温度途径和春化途径中通过与不同的转录因子发挥作用，从而影响植物开花。

在多种植物中SVP含有1到多个同源基因。如拟南芥SVP基因有2个转录本^[24]；水稻SVP的同源基因有3个，分别为OsMADS22、OsMADS55和OsMADS47^[25-26]；野蔷薇和月月粉中含有5个SVP同源基因^[27]；而桂花中含有7个SVP同源基因^[28]。已发布的墨兰全基因组序列显示，墨兰中有3个SVP同源基因，本研究将其分别命名为CsSVP1、CsSVP2和CsSVP3，发现CsSVP1、CsSVP2和CsSVP3的全长为651、687、714 bp，分别编码216、228、237个氨基酸，均含有典型的MADS-box和K-box结构域，3个CsSVPs之间具有高度的保守性。系统进化分析表明，CsSVP1、CsSVP2和CsSVP3分属不同的进化支，表明墨兰的SVP基因家族存在不同的进化轨迹，其中CsSVP1与春兰CgSVP亲缘关系比较近，CsSVP2与扇形文心兰EpMADSS18亲缘关系比较近，而CsSVP3与石斛DhcSVP亲缘关系更密切。表明CsSVPs基因在墨兰基因复制中发生了序列分化，这可能有利于响应复杂多变的环境从而调控墨兰开花。

SVP是植物中重要的开花抑制因子，主要在营养生长阶段发挥作用。拟南芥SVP在营养组织中高表达，在花和角果中几乎检测不到^[24]；藏红花CsSVP也在营养器官中表达，但在生殖器官中不表达^[29]；芒果MiSVPs^[30]、枇杷EjSVPs^[31]、水仙NSVP1^[17]在营养组织中的表达量较高，在花中略微表达；萱草HkSVP在营养组织和花瓣、花梗和果实中的表达量较高，在雌蕊中检测不到^[32]；荔枝LcSVP2在营养组织和雄花中的表达较高，在雌花和种子中几乎不表达^[33]。本研究发现CsSVP1和CsSVP3同样主要在营养组织中表达，在花和果中的相对表达量较低；而CsSVP2除在营养组织中的表达量较高外，在花和果中的表达量也比较高，尤其是果。综合表达模式和调控响应元件分析结果，CsSVP1可能响应低温解除休眠并促进开花，CsSVP2可能参与花器官形成，而CsSVP3可能在花发育全过程中发挥协同作用。CsSVP1因其低温诱导特性和ABA敏感性，可能是调控墨兰开花的关键候选基因。

墨兰的花芽生长缓慢，会进入半休眠状态，需要一段时间的低温来解除休眠过程，从而促进花序伸长和开花^[21]。DRE core是DRE功能的核心序列，能够参与植物对低温、脱水、高盐等胁迫的响应^[34]。本研究发现墨兰CsSVP1和CsSVP2启动子中均含有低温响应元件——DRE core，推测当外界环境温度降低时，墨兰通过DRE core元件响应环境变化，调控CsSVPs的表达，从而促进成花。对墨兰进行低温处理发现，只有CsSVP1和CsSVP2对低温有响应，但CsSVP1和CsSVP2对于低温的响应结果不同，推测可能是因为二者的低温响应元件在启动子位置不同导致的；而CsSVP3可能不含低温响应元件，所以对低温无响应。除低温外，植物激素在成花与休眠调控中也扮演着重要角色。其中，脱落酸（ABA）是经典的开花抑制因子，主要抑制成花转变，被认为是休眠调节中必不可少的植物激素，是种子休眠的中心枢纽^[35]。在墨兰激素相关的DEGs中，生长素、GAs和ABAs是最丰富的基因。当墨兰花芽处于休眠阶段时，其ABA含量显著升高，而在休眠解除后的快速发展阶段ABA含量迅速降低^[18]。SVL（SVP同源基因）可与ABA形成正反馈环路，进而实现休眠维持或抑制^[36]。虽然墨兰与其他多年生草本植物不同，不含有DAM基因，不能调控休眠，但推测其休眠可能依赖SVP基因。本研究为探究ABA对3个CsSVP基因的影响，对墨兰叶片进行外源ABA处理，发现CsSVP1的表达量下降，CsSVP2的表达量基本保持不变，而CsSVP3的表达量略微下降。推测ABA显著抑制CsSVP1的表达，表明CsSVP1可能受ABA负调控，而ABA对CsSVP2和CsSVP3无明显影响。

综上所述，本研究克隆了墨兰的3个SVP基因，并系统分析了其理化性质与表达模式，为进一步解析墨兰SVP基因在花发育过程中的具体功能提供实验依据。

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2025年第46卷第12期

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doi: 10.3969/j.issn.1000-2561.2025.12.004

接收时间：2025-07-21
首发时间：2026-06-24
出版时间：2025-12-25

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收稿日期：2025-07-21
录用日期：2025-08-28

基金

广东省农业科学院中青年学科带头人培养计划项目(R2023PY-JG023)

广东省现代农业产业技术体系创新团队建设项目(2024CXTD12)

作者信息

^1.广东省农业科学院环境园艺研究所/广东省园林花卉种质创新综合利用重点实验室，广东广州　510640

^2.华南师范大学生命科学学院，广东广州　510631

通讯作者:

^* 杨凤玺（YANG Fengxi），E-mail：yangfengxi@gdaas.cn

王亚琴（WANG Yaqin），E-mail：wangyaqin@m.scnu.edu.cn。

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https://castjournals.cast.org.cn/joweb/rdzwxb/CN/10.3969/j.issn.1000-2561.2025.12.004

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2种不同金属材料的力学参数

科 Family	属数 Number of genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)	属 Genus	种数 Number of species	占总种数比例 Percentage of total species (%)
鹅膏菌科Amanitaceae	2	11	5.26	鹅膏菌属 Amanita	10	4.78
小菇科 Mycenaceae	2	12	5.74	丝盖伞属 Inocybe	5	2.39
多孔菌科 Polyporaceae	8	14	6.70	蜡蘑属 Laccaria	5	2.39
红菇科 Russulaceae	3	23	11.00	小皮伞属 Marasmius	6	2.87
				小菇属 Mycena	11	5.26
				光柄菇属 Pluteus	5	2.39
				红菇属 Russula	17	8.13
				栓菌属 Trametes	5	2.39

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TxT

引物名称Primer name	引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）
pCsSVP1-F	ATGACGACGGCAAGGCA
pCsSVP1-R	TCACTTCCAACCAGCACATG
pCsSVP2-F	ATGGCGAGGGAGAAGATAAAGATAAG
pCsSVP2-R	CTACAGTTTCAAGAGAAAGAAGAGAAACGC
pCsSVP3-F	ATGGCGCGAGAGAAGATAAAG
pCsSVP3-R	TCATTTCCACATAGAAGAAAAGGGC

引物名称Primer name

引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）

pCsSVP1-F

ATGACGACGGCAAGGCA

pCsSVP1-R

TCACTTCCAACCAGCACATG

pCsSVP2-F

ATGGCGAGGGAGAAGATAAAGATAAG

pCsSVP2-R

CTACAGTTTCAAGAGAAAGAAGAGAAACGC

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ATGGCGCGAGAGAAGATAAAG

pCsSVP3-R

TCATTTCCACATAGAAGAAAAGGGC

引物名称Primer name	引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）
Csactin-qRT-F	CAATGAGCTTCGTGTTGCCC
Csactin-qRT-R	GATACGAACCAGTTGTGCGG
CsSVP1-qRT-F	AGGGCGAGCAAATTATGGAG
CsSVP1-qRT-R	TCGTTTTCACGAGAGTTCCC
CsSVP2-qRT-F	GGCTCATCGTCTTCTCGGCTA
CsSVP2-qRT-R	GAGTTGCTTCGGTCACTTGCTT
CsSVP3-qRT-F	AACGCAACAGCAAGACAAGTGA
CsSVP3-qRT-R	ACCGACATCAGCATCACAGAGA

引物名称Primer name

引物序列（5′-3′）Primer sequences（5′-3′）

Csactin-qRT-F

CAATGAGCTTCGTGTTGCCC

Csactin-qRT-R

GATACGAACCAGTTGTGCGG

CsSVP1-qRT-F

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CsSVP1-qRT-R

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CsSVP2-qRT-F

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CsSVP3-qRT-F

AACGCAACAGCAAGACAAGTGA

CsSVP3-qRT-R

ACCGACATCAGCATCACAGAGA

基因名称Gene name	氨基酸长度Amino acid length	分子量Molecular weight/Da	不稳定指数Instability index	等电点pI	亲水系数Gravy	分子式Formula
CsSVP1	216	24 467.73	67.17	6.36	–0.660	C₁₀₄₂H₁₇₂₈N₃₁₂O₃₄₃S₁₁
CsSVP2	228	25 652.27	38.37	8.29	–0.540	C₁₁₀₆H₁₈₃₇N₃₂₇O₃₆₃S₉
CsSVP3	237	26 578.13	52.53	5.46	–0.550	C₁₁₄₁H₁₈₉₂N₃₃₄O₃₇₅S₉

基因名称Gene name

氨基酸长度Amino acid length

分子量Molecular weight/Da

不稳定指数Instability index

等电点pI

亲水系数Gravy

分子式Formula

CsSVP1

216

24 467.73

67.17

6.36

–0.660

C₁₀₄₂H₁₇₂₈N₃₁₂O₃₄₃S₁₁

CsSVP2

228

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C₁₁₀₆H₁₈₃₇N₃₂₇O₃₆₃S₉

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5.46

–0.550

C₁₁₄₁H₁₈₉₂N₃₃₄O₃₇₅S₉

蛋白质Protein	二级结构Secondary structure	三级结构Tertiary structure
CsSVP1	63.89%	9.72%	2.31%	24.07%	71.96%	0.77
CsSVP2	63.60%	10.53%	1.32%	24.56%	72.37%	0.78
CsSVP3	57.38%	12.24%	2.95%	27.43%	76.72%	0.76

蛋白质Protein

二级结构Secondary structure

三级结构Tertiary structure

α螺旋Alpha helix

延伸链Extended strand

β转角Beta turn

无规则卷曲Random coil

一致性Seq identity

全球模型质量估计GMQE

CsSVP1

63.89%

9.72%

2.31%

24.07%

71.96%

0.77

CsSVP2

63.60%

10.53%

1.32%

24.56%

72.37%

0.78

CsSVP3

57.38%

12.24%

2.95%

27.43%

76.72%

0.76